( PDF ) Extração de Poluentes organoclorados persistentes em fragmentos remanescentes da Mata Atlântica, RJ: comparação de métodos

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NATALIA SOARES QUINETE

EXTRAÇÃO DE POLUENTES ORGANOCLORADOS

PERSISTENTES EM FRAGMENTOS REMANESCENTES

DA MATA ATLÂNTICA, RJ: COMPARAÇÃO DE MÉTODOS

Orientador: Prof. Dr. Ricardo Erthal Santelli

Universidade Federal Fluminense – UFF

Dissertação apresentada ao curso de Pós-

Graduação em Química da Universidade

Federal Fluminense (UFF) como parte dos

requisitos para a obtenção do título de Mestre

em Química. Área de concentração: Química

Analítica.

Niterói, Agosto de 2005

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Ficha Catalográfica

Q 72 Quinete, Natalia Soares

Extração de Poluentes organoclorados persistentes em fragmentos

remanescentes da Mata Atlântica, RJ: comparação de métodos/ Natalia

Soares Quinete – Niterói: [s.n.], 2005

135 f.

Dissertação – (mestrado em química) – Universidade Federal

Fluminense, 2005.

1. Cromatografia gasosa. 2. Compostos organoclorados – Análise

química. 3. Poluentes orgânicos persistentes. 4. Análise química de

poluentes. I. Título.

CDD 543.896

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NATALIA SOARES QUINETE

EXTRAÇÃO DE POLUENTES ORGANOCLORADOS PERSISTENTES

EM FRAGMENTOS REMANESCENTES DA MATA ATLÂNTICA, RJ:

COMPARAÇÃO DE MÉTODOS.

Dissertação apresentada ao curso de Pós-Graduação em

Química da Universidade Federal Fluminense (UFF) como

parte dos requisitos para a obtenção do título de Mestre

em Química. Área de Concentração: Química Analítica.

BANCA EXAMINADORA

Prof. Dr.Ricardo Erthall Santelli – Orientador

Universidade Federal Fluminense

Prof

. Dr

. Silvana Vianna Rodrigues

Universidade Federal Fluminense

Prof. Dr.Delmo Santiago Vaitsmam

Universidade Federal do Rio de Janeiro

Prof. Dr. Josino Costa Moreira

Fundação Oswaldo Cruz - Fiocruz

Niterói, Agosto de 2005

Este Trabalho foi realizado sob orientação de Ricardo Erthal Santelli e

com auxílios financeiros fornecidos pela CAPES, pelo Projeto de

Cooperação Brasil – Alemanha BLUMEN (“Ecologia e Conservação da

Biodiversidade em Áreas Agrícolas no Domínio da Mata Atlântica, RJ”),

BMBF e CNPq e ao Parque Nacional de Serra dos Órgãos.

Agradecimentos:

Gostaria de agradecer ao Prof. Dr. Ricardo Erthal Santelli pela sua

orientação essencial para o desenvolvimento desta dissertação e pela

oportunidade que me deu para que eu pudesse realizar este mestrado.

À Elba dos Santos que foi não só uma orientadora como também uma

amiga, me ajudando em todos os momentos, tendo especial e efetiva

colaboração no desenvolvimento desta dissertação.

Ao CAPES pela bolsa concedida.

Aos meus pais Sérgio e Neuza pelo apoio e amor.

Ao meu querido namorado Rodrigo Magalhães pela compreensão, apoio

e amor em todos os momentos da minha vida.

À minha linda priminha e que adoro demais: Marcela Quinete.

Aos meus irmãos e a todos os meus familiares do Rio, SP e MG que de

alguma forma estiveram presentes.

Às minhas melhores amigas: Carolina Freire e Juliana Manta, que

estiveram comigo desde a época do colégio.

Às minhas amigas e companheiras do mestrado: Ana Luísa Badinni,

Kellen Dutra, Priscila Silly e Verônica Salim.

Aos professores da Pós-Graduação em Química da UFF pelos

ensinamentos e conhecimentos passados durante o curso.

Ao INT por ter disponibilizado de suas instalações para o

desenvolvimento desta tese.

À Irene Alelluia por ter tornado possível a minha estadia no INT e quem

sempre procurou me ajudar em todos os momentos.

A todos os funcionários da DIMA/ INT que me acolheram com muito

carinho e que sempre estiveram presentes quando precisei: Márcio

Leocadio, Viridiana Leitão, Lúcia Helena e Patrícia.

Às minhas companheiras de laboratório: Marta Mello, Daniella

Fernandes e Sílvia, um agradecimento muito especial !!!

Aos bolsistas PCI/ INT Débora e Cristiano por estarem comigo durante o

percurso da minha tese.

Às minhas amigas e colegas da UFF que estudaram comigo por 5 anos:

Drika, Mille, Dani, Cadu, Érica, Cíntia, Arroz, e muitos outros.

Gostaria de agradecer a todos os amigos e colegas que eu tenha

esquecido de mencionar, mas que de alguma forma contribuíram e que

estiveram presentes durante este momento da minha vida !!!!

Muito Obrigada a todos!!!

RESUMO

EXTRAÇÃO DE POLUENTES ORGANOCLORADOS PERSISTENTES EM

FRAGMENTOS REMANESCENTES DA MATA ATLÂNTICA, RJ: COMPARAÇÃO

DE MÉTODOS.

Poluentes orgânicos persistentes (POPs) são substâncias geradas por processos

naturais e antrópicos que são encontrados em todos os compartimentos ambientais

(solo, água, ar e biota). Os POPs tem meia-vida prolongada, são lipofílicos e

hidrofóbicos. Essas características fazem com que esses compostos se acumulem e

se magnifiquem na cadeia trófica.

Os POPs são normalmente estáveis a degradação, mas podem volatilizar de solos e

áreas contaminadas sob condições ambientais favoráveis. Devido a este fato, estão

sujeitos ao transporte à longa distância, antes de serem novamente re-depositados.

Conseqüentemente, podem acumular-se em áreas bem distantes de onde foram

inicialmente usados ou emitidos. A Legislação Ambiental Brasileira ainda é bastante

incipiente com relação às medidas de monitoramento da contaminação e gestão de

solos. Apenas normas para disposição de resíduos estão disponíveis. Neste sentido,

o trabalho desenvolvido teve por objetivo realizar um estudo preliminar sobre a

presença dos poluentes organoclorados persistentes a e ß - HCH, lindano (?- HCH),

alacloro, heptacloro, metolacloro, aldrin, endrin, dieldrin, a e ß endosulfan, DDT e

seus isômeros em solos de fragmentos da Mata Atlântica (Parque Nacional da Serra

dos Órgãos - PARNASO) e em uma Micro-Bacia da região Serrana do Rio de

Janeiro (Micro-Bacia do Córrego Sujo contribuinte do Rio Preto), comparando-se

métodos de extração distintos. Foi realizada a extração dos POPs do solo por

Soxhlet, ultrasom e microondas, seguida de etapa de clarificação (C

e/ou Florisil)

dos extratos das amostras para eliminação de interferentes da matriz, para posterior

análise por cromatografia a gás acoplada com detector de captura de elétrons (ECD)

para a identificação e quantificação dos POPs.

A metodologia desenvolvida para a determinação de poluentes organoclorados

persistentes em solos foi baseada nos procedimentos da US-EPA e validada de

acordo com orientações sobre validação de métodos de ensaio químico do

INMETRO. Foram obtidos os limites de detecção e quantificação tanto para o

instrumento quanto para o método, para as diferentes matrizes sólidas e métodos de

extração. A recuperação dos organoclorados em matrizes fortificadas utilizando os

métodos de extração por Soxhlet, ultrasom e microondas apresentaram valores

compreendidos entre 70 e 130 %, considerados aceitáveis para a análise de

resíduos orgânicos em amostras ambientais. Observou-se para alguns analitos

recuperações acima de 130 %, o que pode ser atribuído à contribuição da matriz,

que apresenta elevados teores de matéria orgânica (8- 17 %).

Foi realizado o estudo de recuperação dos analitos em solo de referência certificado

(ERM

- CC007), mostrando resultados satisfatórios. Verificou-se que a extração

assistida por radiação microondas, por ser a técnica mais energética, apresentou

maiores valores de recuperação.

A confirmação do indicativo de presença dos analitos de interesse nas amostras foi

obtida pela troca da fase estacionária.

Os resultados obtidos mostraram que os solos, coletados nas diversas áreas de

estudo, apresentaram baixas concentrações de agrotóxicos organoclorados, e por

isso estas áreas não foram consideradas como impactadas.

Palavras Chaves: Poluentes Orgânicos Persistentes, POPs; organoclorados;

Solos; Material de referência certificado, Soxhlet; Ultrasom; Extração assistida por

radiação microondas, GC/ECD, Validação.

ABSTRACT

EXTRACTION OF PERSISTENT ORGANOCHLORINE POLLUTANTS IN

REMAINING FRAGMENTS OF MATA ATLÂNTICA, RJ: COMPARISON OF

METHODS.

Persistent Organic Pollutants (POPs) are toxic substances of natural and anthropic

origin that are ubiquitous pollutants in all environmental compartiments (soils, waters,

air and biota). POPs have long half-lives in soils, sediments, air or biota and are

hydrophobic and lipophilic. These characteristics confer persistence on the chemicals

in biota, which accumulate and magnify in foodchains.

POPs are normally stable and have the propensity to form a gas under appropriate

environmental temperatures. Hence, they may volatilise from soil and contamined

areas into the atmosphere. Because of their resistence to breakdown reactions in air,

they can travel long distances (are subject to long-range atmospheric transport)

before being re-deposited. Therefore, could acummulate in an area far removed from

where they use or emmited. The Brazilian Environmental Legislation is still incipient

regarding monitoring measures of the contamination and soil management. In this

way, the main aim of this work was to perform a preliminary study to investigate the

presence of the persistent organochlorine pollutants a and ß - HCH, lindane (?-

HCH), alaclor, heptaclor, metolaclor, aldrin, endrin, dieldrin, a and ß endosulfan, DDT

and isomers, in soils of remaining fragments of Mata Atlântica in the National Park of

Serra dos Órgãos and in the region of Córrego Sujo catchment basins, tributary of

Rio Preto. It was performed the extracion of POPs from soils using Soxhlet aparatus,

ultrasound and microwave radiation energy, following by a cleanup step (C

and/or

Florisil) to eliminate matrix interferences, and further analysis by gas chromatography

equipped with electon-capture detection (ECD) for identification and quantification of

the POPs.

The developed method for the determination of persistent organochlorine pollutants

in soils was based in US-EPA recommended procedures and validated according to

INMETRO instructions. It was obtained the detection and quantification limits for the

instrument and method for the different soils matrix and extraction methodologies.

Recoveries results obtained from spiked samples employing soxhlet, ultrasound and

microowave assisted extraction methods showed values between 70 and 130 %,

considered acceptable for trace analysis in environmental samples. It could be

observed for some of the analyte recoveries values higher than 130 %, which can be

related to matrix contribution, due to high organic carbon contents (8- 17 %).

It was also performed a recovery study in certified reference material (ERM

- CC007)

that showed good results. It was verified higher recoveries results when the

microwave assisted extraction technique was used.

In order to confirm the presence of analytes of interest in the analysed samples the

exchange of estacionary phase was carried out.

The obtained results showed low concentration of organochlorine compounds in the

soils sampled in the studied areas. It could be concluded that this area is not

considered of environmental concern.

Keywords: Persistent Organic Pollutants, POPs; Organochlorine; Soils; Certified

reference material, Soxhlet; Ultrasound; Microwave assisted extraction, GC/ECD,

Validation.

INDÍCE

RESUMO

ABSTRACT

ÍNDICE DE FIGURAS

ÍNDICE DE TABELAS

LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS

1. INTRODUÇÃO.................................................................................................................1

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA..........................................................................................8

2.1 POLUENTES ORGÂNICOS PERSISTENTES (POPs) ....................................8

2.2 ORIGEM E FONTE DOS POPs............................................................................9

2.3 AGROTÓXICOS....................................................................................................12

2.4 AGROTÓXICOS ORGANOCLORADOS...........................................................12

2.5 CLASSIFICAÇÃO DOS AGROTÓXICOS ORGANOCLORADOS................13

2.6 IMPACTO NO AMBIENTE...................................................................................14

2.7 DANOS CAUSADOS PELOS POPs..................................................................16

2.7.1 EFEITOS NA SAÚDE HUMANA.................................................................16

2.7.2 EFEITOS NA VIDA SELVAGEM................................................................16

2.8 MOBILIDADE DOS POPs....................................................................................17

2.8.1 INTRODUÇÃO DE POLUENTES PERSISTENTES NO SOLO............17

2.8.2 PERSISTÊNCIA E MOBILIDADE NO SOLO............................................17

2.8.3 PROCESSO DE DESTILAÇÃO GLOBAL.................................................20

2.8 ESPÉCIES ESTUDADAS....................................................................................22

2.9 MÉTODOS DE EXTRAÇÃO................................................................................27

2.9.1 EXTRAÇÃO POR SOXHLET......................................................................28

2.9.2 EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR ULTRA-SOM ...........................................30

2.9.3 EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR RADIAÇÃO DE MICROONDAS...........34

2.10 MÉTODOS DE CLARIFICAÇÃO OU “CLEAN-UP”.........................................37

2.10.1 EXTRAÇÃO EM FASE SÓLIDA (SPE)......................................................37

2.10.2 EXTRAÇÃO EM FASE SÓLIDA EM COLUNA DE FLORISIL ...............38

2.11 CROMATOGRAFIA A GÁS.................................................................................38

2.12 VALIDAÇÃO DO MÉTODO ANALÍTICO...........................................................43

2.12.1 ESPECIFICIDADE E SELETIVIDADE.......................................................44

2.12.2 EXATIDÃO E TENDÊNCIA (BIAS).............................................................44

2.12.2.1 Material de referência certificado (MRC).......... .........................45

2.12.3 PRECISÃO.....................................................................................................45

2.12.3.1 Recuperação.......... ....................................................................45

2.12.4 LINEARIDADE...............................................................................................46

2.12.5 SENSIBILIDADE............................................................................................46

2.12.6 LIMITE DE DETECÇÃO E QUANTIFICAÇÃO.........................................47

2.12.7 FAIXA DE TRABALHO E FAIXA LINEAR DE TRABALHO....................47

2.12.8 INCERTEZA DE MEDIÇÃO.........................................................................48

2.12.9 ROBUSTEZ....................................................................................................48

3. JUSTIFICATIVA.............................................................................................................49

4. OBJETIVOS ...................................................................................................................50

5. MATERIAIS E MÉTODOS ...........................................................................................51

5.1 ÁREA DE ESTUDO...............................................................................................51

5.2 PLANEJAMENTO E COLETA DAS AMOSTRAS............................................54

5.3 MÉTODOS ANALÍTICOS.....................................................................................56

5.3.1 LAVAGEM E DESCONTAMINAÇÃO DE VIDRARIAS ...........................56

5.3.2 PRÉ-TRATAMENTO DAS AMOSTRAS....................................................57

5.3.3 FRAÇÕES GRANULOMÉTRICAS DO SOLO..........................................57

5.3.4 PADRÕES E REAGENTES.........................................................................58

5.4 MÉTODOS MULTIRESÍDUOS DE DETERMINAÇÃO DE POLUENTES

ORGANOCLORADOS EM SOLOS................................................................................59

5.4.1 MÉTODOS DE EXTRAÇÃO........................................................................59

5.4.1.1 Extração por Soxhlet..................................................................59

5.4.1.2 Extração Assistida por Ultrasom................................................60

5.4.1.3 Extração Assistida por Radiação de Microondas.......................61

5.4.2 CLARIFICAÇÃO/ “CLEANUP” DO EXTRATO .........................................63

5.4.2.1 Extração em Fase Sólida (SPE) com discos C

........................63

5.4.2.2 Extração em Fase Sólida com Coluna de Florisil.......................65

5.4.3 ANÁLISE CROMATOGRÁFICA..................................................................68

5.4.3.1 Condições Cromatográficas.......................................................68

5.5 VALIDAÇÃO DO MÉTODO ANALÍTICO...........................................................71

5.5.1 CURVA DE CALIBRAÇÃO..........................................................................72

5.5.2 ESTUDO DE RECUPERAÇÃO DO MÉTODO.........................................73

5.5.3 MATERIAL DE REFERÊNCIA CERTIFICADO (MRC)...........................73

6. RESULTADOS E DISCUSSÃO..................................................................................75

6.1 VALIDAÇÃO DO MÉTODO ANALÍTICO DE DETERMINAÇÃO DE

ORGANOCLORADOS EM SOLOS................................................................................76

6.1.1 SELETIVIDADE: AVALIAÇÃO DA SEPARAÇÃO CROMATOGRÁFICA

..............................................................................................................76

6.1.2 CURVAS DE CALIBRAÇÃO E LINEARIDADE........................................78

6.1.3 SENSIBILIDADE............................................................................................81

6.1.4 REPETITIVIDADE.........................................................................................82

6.1.5 LIMITES DE DETECÇÃO (LD) E QUANTIFICAÇÃO (LQ)....................85

6.1.6 RECUPERAÇÃO DOS POLUENTES ORGANOCLORADOS

PERSISTENTES NAS AMOSTRAS DE SOLO.......................................................89

6.1.6.1 Recuperação dos POPs por extração por Soxhlet.....................90

6.1.6.2 Recuperação dos POPs por extração assistida por Ultrasom

..............................................................................................................92

6.1.6.3 Recuperação dos POPs por extração assistida por radiação

Microondas ....................................................................................................93

6.1.6.4 Determinação de POPs em Amostra de Referência Certificada

.........................................................................................................94

6.2 CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DOS SOLOS................................99

6.3 MÉTODOS DE CLARIFICAÇÃO DE AMOSTRAS........................................100

6.4 DETERMINAÇÃO DE POLUENTES ORGANOCLORADOS NAS

AMOSTRAS DE SOLOS................................................................................................104

6.5 CONFIRMAÇÃO DOS RESULTADOS OBTIDOS NA DETERMINAÇÃO

DOS POLUENTES ORGANOCLORADOS PERSISTENTES.................................108

7. CONCLUSÕES............................................................................................................117

8. SUGESTÕES E RECOMENDAÇÕES.....................................................................119

9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.........................................................................120

INDÍCE DE FIGURAS

Figura 1: Processo de Destilação Global ou “Efeito Gafanhoto”..........................22

Figura 2. Aparelhos Soxhlet: (a) o vapor do solvente passa externamente ao

recipiente contendo a amostra, o que resulta em solvente orgânico

condensado (mais frio) passando pela amostra, o processo de extração é

relativamente lento; (b) o vapor do solvente passa em volta do recipiente

contendo a amostra, o solvente orgânico aquecido (mais quente) permite

uma extração mais rápida.........................................................................................29

Figura 3. Equipamento Soxhlet para extração de várias amostras

simultaneamente.........................................................................................................30

Figura 4. Banhos de ultrasom..........................................................................................33

Figura 5. Sonda ultrasônica.............................................................................................33

Figura 6: Principais componentes de um Forno de Microondas...........................36

Figura 7: Componentes do Cromatógrafo a Gás........................................................43

Figura 8: Localização da região de estudo e dos locais de amostragem do

Parque Nacional da Serra dos Órgãos..................................................................53

Figura 9. Plano de Amostragem nas Subparcelas da Bacia do Rio Paquequer

segundo ABNT NBR 10007:2004.............................................................................54

Figura 10. Amostragem no PARNASO: amostras de 0 - 20 cm de solo...............55

Figura 11. Área de amostragem na Floresta Japonês (micro Bacia do Córrego

Sujo)................................................................................................................................55

Figura 12. Área de amostragem na Fazenda São Luiz (micro Bacia do Córrego

Sujo)................................................................................................................................56

Figura 13. Cromatógrafo a gás Shimadzu, modelo 17 A , com detector ECD e

injetor automático AOC 20i.......................................................................................69

Figura 14: Fluxograma das etapas do processo de validação do método

analítico empregado na determinação de agrotóxicos organoclorados.....72

Figura 15: Cromatograma do solvente hexano...........................................................75

Figura 16: Cromatograma do branco de análise........................................................76

Figura 17. Cromatograma típico obtido na separação multiresíduos dos

analitos organoclorados em estudo nas condições cromatográficas:

coluna DB-15, 30 m x 0,25 mm x 0,25 µm, Pressão: 85 KPa, Programa de

temperatura: 75-210 ºC (50 ºC/min); 210-216 ºC (0,7 ºC/min); 216-280 (21

ºC/min), Volume de injeção: 1µL (automático) e Modo de injeção: Splitless

(razão 1:20)....................................................................................................................77

Figura 18. Curvas de calibração para cada agrotóxico organoclorado obtidas

nas condições cromatográficas da Tabela 6 com injeção automática........82

Figura 19. Exemplo de um cromatograma da amostra do PARNASO com picos

dos analitos de interesse (6, 8 e 12), picos de solventes (1-2), picos de

componentes da matriz (3- 4, 7, 9 e 13) e ruído instrumental (5 e 11)..........89

Figura 20. Estudo da recuperação dos POPs em solo certificado por

diferentes métodos de extração.............................................................................98

Figura 21. Concentrações recuperadas dos POPs em solo certificado pelos

diferentes métodos de extração.............................................................................98

Figura 22. Cromatograma de mistura de padrões OCs nas comdições

cromatográficas da Tabela 34.. .............................................................................111

Figura 23. Cromatograma da amostra das Subparcelas do PARNASO na

coluna DB-17 por extração por Soxhlet..............................................................112

Figura 24. Cromatograma da amostra do T4 na coluna DB-17 por extração por

Soxhlet.........................................................................................................................112

Figura 25. Cromatograma da amostra da TPS na coluna DB-17 por extração

por Soxhlet..................................................................................................................113

Figura 26. Cromatograma da amostra da FSL na coluna DB-17 por extração

por Soxhlet..................................................................................................................113

INDÍCE DE TABELAS

Tabela 1. Persistência de Pesticidas Organoclorados no Solo..............................19

Tabela 2. Propriedades físico-químicas dos poluentes organoclorados

persistentes ..................................................................................................................24

Tabela 3: Compostos organoclorados selecionados e seus números de CAS,

graus de pureza e prazos de validade...................................................................59

Tabela 4. Programa de aquecimento adotado na extração assistida por

radiação de microondas............................................................................................63

Tabela 5. Distribuição de agrotóxicos organoclorados nas frações obtidas

após a extração em fase sólida em Coluna Florisil, pelo método da US-

EPA..................................................................................................................................67

Tabela 6. Condições cromatográficas utilizadas para a determinação dos

agrotóxicos organoclorados....................................................................................70

Tabela 7. Tempo de retenção dos agrotóxicos organoclorados de interesse

utilizando as condições apresentadas na Tabela 6...........................................71

Tabela 8. Valores de t

k’, R

e a para separação da mistura de padrões

organoclorados em coluna DB-5 e injeção automática....................................78

Tabela 9. Faixas Lineares de Trabalho, Equações da reta e seus respectivos

Coeficientes de Correlação Linear (r) por injeção manual..............................79

Tabela 10. Faixas Lineares de Trabalho, Equações da reta e seus respectivos

Coeficientes de Correlação Linear (r) por injeção automática.......................80

Tabela 11. Valores de Área, t

, teste G e repetitividade para o padrão de

Lindano nas concentrações de 1 e 20 µg/L em dias diferentes de análise.83

Tabela 12. Valores de Área, tR, teste G e repetitividade para o padrão de 4,4’-

DDD nas concentrações de 1 e 20 µg/L em dias diferentes de análise........84

Tabela 13. Limites de Detecção e Quantificação Instrumental para os

compostos organoclorados.....................................................................................86

Tabela 14. Limites de Detecção e Quantificação (µg/kg) para as amostras do

PARNASO nos diferentes métodos de extração................................................87

Tabela 15. Limites de Detecção e Quantificação (µg/kg) para as amostras da

Floresta Japonês (FJ) nos diferentes métodos de extração...........................88

Tabela 16. Limites de Detecção e Quantificação (µg/kg) para as amostras da

Fazenda São Luiz (FSL) nos diferentes métodos de extração.......................88

Tabela 17. Recuperação dos POPs para as amostras da Floresta Japonês por

Extração por Soxhlet..................................................................................................90

Tabela 18. Recuperação dos POPs para as amostras da Fazenda São Luiz por

Extração por Soxhlet..................................................................................................91

Tabela 19. Recuperação dos POPs para as amostras das Subparcelas do

PARNASO (PN) por Extração em Soxhlet. ..........................................................91

Tabela 20. Recuperação dos POPs para as amostras do PARNASO por

extração assistida por Ultrasom.............................................................................93

Tabela 21. Recuperação dos Poluentes Organoclorados Persistentes para as

amostras do PARNASO, por extração assistida por Microondas.................94

Tabela 22. Faixas Lineares de Trabalho, Equações da reta e seus respectivos

Coeficientes de Correlação Linear (r) para quantificação dos solos

certificados...................................................................................................................95

Tabela 23. Concentrações de a-HCH, ß-HCH, 4,4’ –DDE, 2,4’-DDT e 4,4’-DDT

em amostra de referência certificada de solo ERM

- CC007..........................95

Tabela 24. Recuperação dos POPS em Solo Certificado por Extração por

Soxhlet...........................................................................................................................96

Tabela 25. Recuperação dos POPs em Solo Certificado por Extração assistida

por Ultra-som................................................................................................................96

Tabela 26. Recuperação dos POPs em Solo Certificado por Extração assistida

por Radiação Microondas.........................................................................................96

Tabela 27. Teores de CHN obtidos por Análise Elementar Automática nos solos

estudados......................................................................................................................99

Tabela 28. Teores de Umidade do Solo.......................................................................100

Tabela 29. Concentração (µg/kg) obtidas antes e após o uso da extração em

Fase Sólida em Coluna de Florisil seguindo procedimento da DAAC para

amostras da FJ..........................................................................................................103

Tabela 30. Influência da etapa de clarificação na concentração (µg/kg) dos

analitos para amostra do PARNASO...................................................................104

Tabela 31. Resultados obtidos na determinação de Poluentes Organoclorados

Persistentes usando extração por Soxhlet........................................................105

Tabela 32. Resultados obtidos na determinação de Poluentes Organoclorados

Persistentes usando extração assistida por ultra-som..................................105

Tabela 33. Resultados obtidos na determinação de Poluentes Organoclorados

Persistentes usando extração assistida por radiação microondas............107

Tabela 34. Condições Cromatográficas utilizadas para determinação dos POPs

organoclorados na coluna DB-17.........................................................................109

Tabela 35. Tempos de retenção obtidos na separação dos POPs

organoclorados estudados utilizando as condições apresentadas na

Tabela 34......................................................................................................................110

Tabela 36. Concentrações (µg/kg) obtidas dos OCs nas amostras de solo da

FSL nas condições cromatográficas da Tabela 6, utilizando procedimento

de clarificação por Florisil da US-EPA ..............................................................114

Tabela 37. Concentrações (µg/kg) obtidas dos OCs nas amostras de solo do

T4 e TPS nas condições cromatográficas da Tabela 6, utilizando

procedimento de clarificação por SPE com discos C

seguido de Florisil

segundo DAAC .........................................................................................................114

Tabela 38. Concentrações (µg/kg) obtidas dos OCs nas amostras de solo do

PN nas condições cromatográficas da Tabela 6, utilizando procedimento

de clarificação por Florisil do DAAC...................................................................115

Lista de Abreviaturas e Símbolos

Abreviatura / Símbolo Descrição

a Fator de separação.

ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária.

ASE Extração acelerada por solvente.

CETESB

Companhia de Tecnologia de Saneamento

Ambiental.

CONAMA Conselho Nacional de Meio Ambiente.

CV Coeficiente de variação (desvio padrão relativo).

DAAC

Departamento de Alimentos e Agricultura da

Califórnia

DDT/ DDE/ DDD

Dicloro-difenil-tricloroetano / Dicloro difenil-dicloro

eteno / Dicloro-difenil-dicloroetano.

DPR Desvio padrão relativo

ECD (ou DCE) Detector de captura de elétrons.

FE Fase estacionária.

FEEMA

Fundação Estadual de Engenharia do Meio

Ambiente.

FJ Floresta Japonês.

FSL Fazenda São Luiz

GC (ou CG) Cromatografia a gás.

GC/ECD (CG/DCE)

Cromatografia a gás com detector de captura de

elétrons.

GC/MS (CG/EM)

Cromatografia a gás acoplada com espectrômetro

de massas.

HCB Hexaclorobenzeno.

HCH ou BHC Hexaclorociclohexano.

HPAs (ou PAH) Hidrocarbonetos Policíclicos Aromáticos.

IBAMA

Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos

Recursos Naturais Renováveis.

INMETRO

Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e

Qualidade Industrial.

Abreviatura / Símbolo Descrição

INT / DIMA

Instituto Nacional de Tecnologia/ Divisão de Meio

Ambiente.

k’ Fator de retenção.

Coeficiente de adsorção à matéria orgânica no

solo.

Coeficiente de partição na água.

LD Limite de Detecção.

LDI Limite de Detecção do instrumento.

LDM Limite de Detecção do Método.

LQ Limite de Quantificação.

LQI Limite de Quantificação do instrumento.

LQM Limite de Quantificação do Método.

MAE Extração assistida por radiação de microondas.

OCs Organoclorados.

PARNASO Parque Nacional da Serra dos Orgãos

PCBs Bifelinas Policloradas.

PCDD/Fs Dibenzo-p dioxinas / Dibenzofuranos policlorados.

PM Peso Molecular.

Amostras das Subparcelas do Rio Paquequer,

PARNASO.

POPs Poluentes Orgânicos Persistentes.

r Coeficiente de correlação linear.

Resolução.

SD Estimativa do desvio padrão.

SPE (ou EFS) Extração em Fase Sólida.

1/2

Tempo de meia-vida.

T4 Transecto 4

TPS Trilha da Pedra do Sino

Tempo de retenção

US - EPA Environmental Protection Agency, USA.

1. INTRODUÇÃO

Existem várias famílias de compostos orgânicos que são classificados como

Poluentes Orgânicos Persistentes (POPs). Eles são assim denominados em função

de sua prolongada meia-vida em todos os compartimentos ambientais: solo,

sedimento, água, ar e biota.

Os POPs são tipicamente hidrofóbicos e lipofílicos. Essa característica faz

com que essas substâncias sejam acumuladas nos tecidos gordurosos de

organismos vivos, que aliada à resistência ao metabolismo leva a magnificação na

cadeia alimentar. Em sistemas aquáticos e solos eles estão fortemente ligados às

partículas do solo, particularmente as de grande teor de matéria orgânica. A química

ambiental e a ecotoxicidade dos POPs é constantemente avaliada em diferentes

áreas do conhecimento. Outra característica de grande impacto para o meio

ambiente é a propensão dessas substâncias entrarem em fase gasosa sob certas

condições ambientais, o que é responsável pela grande capacidade de transporte

desses materiais na atmosfera (Jones e de Voogt, 1999).

Dentre as classes de POPs estão várias famílias de substâncias aromáticas e

halogenadas como as bifenilas policloradas – PCB´s, as dioxinas e furanos

(PCDD/Fs-polychlorinated dibenzo-p-dioxins/furans), além dos diferentes agrotóxicos

organoclorados (OCs), como o DDT e seus metabólitos.

As fontes dos POPs são várias e a maioria deliberadamente manufaturada

para um fim específico, como os agroquímicos. Alguns são acidentalmente

introduzidos no ecossistema por serem subprodutos de combustão ou síntese

industrial de outros produtos químicos (PCDD/Fs), ou foram sintetizados com fins

industriais definidos (PCBs).

Desde maio de 2004, os 151 países que aceitaram a Convenção de

Estocolmo precisam desenvolver medidas efetivas para banir de seus cotidianos 12

dos chamados poluentes orgânicos persistentes (POPs). São oito pesticidas: aldrina,

clordano, DDT, dieldrin, endrin, heptacloro, mirex e toxafeno. Dois produtos químicos

industriais – PCB (bifenilpoliclorado) e hexaclorobenzeno – e dois subprodutos não

deliberados, como as dioxinas e os furanos. Todas essas substâncias, de forma

comprovada por vários estudos médicos, podem causar sérios distúrbios de saúde

em seres humanos e ao meio ambiente. Recentemente, quando a convenção entrou

em vigor em 2001, o Brasil como signatário, baniu do mercado sete pesticidas, dos

oito que fazem parte da lista oficial, apenas os DDT e os PCBs tiveram uma

eliminação gradual. No caso do primeiro, o uso era permitido apenas para o

combate aos vetores transmissores da malária (Ziglio e Comegna, 2004).

Os hidrocarbonetos clorados foram usados em larga escala durante as

décadas de 70 e 80. Essas substâncias, também denominadas organoclorados

(OCs), são contaminantes persistentes com a alta capacidade de biomagnificação

na cadeia alimentar.

Compostos organoclorados são constantemente liberados no meio ambiente,

apesar de restrições impostas na sua produção e uso. Sua resistência à degradação

e propriedade de acumulação no solo, sedimentos e organismos vivos são bem

documentados (Deo et al., 1994).

As propriedades inseticidas do Dicloro-difenil-tricloroetano (DDT) foram

descobertas em 1939 e a partir da segunda guerra mundial, os pesticidas

organoclorados foram intensivamente usados. O DDT foi banido em quase todas as

nações desenvolvidas nos anos 70 devido a sua persistência no meio ambiente,

potencial de bioacumulação e toxicidade.

Evidências do impacto dos organoclorados sintéticos sobre a vida selvagem

foram relatadas a partir dos anos 60 (Parslow e Jefferies, 1973) tendo sido

constatado a existência de forte correlação entre e a concentração de PCB, DDE e

dieldrin na morte em massa de pássaros no mar da Irlanda em 1969. Cooke

evidenciou em 1970 que a diminuição da espessura dos ovos observadas em

determinadas espécies de aves na América do Norte e Grã-Bretanha desde a

Segunda Guerra Mundial, tem sido causada pelo 4,4’-DDE ou outros compostos ou

metabólitos do DDT (Cooke, 1973).

Os POPs são transportados a longas distâncias e se distribuem a todas as

partes do planeta através da circulação global atmosférica, sendo localizado nas

mais remotas áreas, distantes milhares de quilômetros do ponto de emissão. Vários

estudos demonstram a contaminação de regiões remotas do Planeta pelos POPs.

Elevados níveis de pesticidas organoclorados, PCBs, entre outros foram

pesquisados em organismos de diferentes regiões remotas da Antártica e Ártico

(Thomas et al, 1992; Sen Gupta, Sarkar e Kureishey, 1996; Mehlum e Daelemans;

1995; Yoghi, 2002).

Os OCs como o DDT, HCH, aldrin, endrin, heptacloro e mirex foram os

inseticidas mais comuns no controle de pragas na agricultura e vetores de doenças

tropicais em áreas urbanas no Brasil. O DDT foi o composto mais utilizado na

agricultura no passado sendo o seu uso proibido para esse fim em 1985.

No Brasil, as primeiras medidas restritivas se deram em 1971, com a Portaria

356/71(Brasil, 1971a), que proibiu a fabricação e comercialização de DDT e BHC

para combate de ectoparasitos em animais domésticos no país, obrigando os

fabricantes a recolherem os produtos, mas isentou os produtos comerciais indicados

como larvicidas e repelentes de uso tópico; e com a Portaria nº 357/71(Brasil,

1971b), que proibiu em todo o território nacional o uso de inseticidas organoclorados

em controle de pragas em pastagens. No entanto, o uso do DDT no controle de

doenças endêmicas prolongou-se até os anos 90. Em 1997, Vieira e colaboradores

encontraram níveis elevados de DDT e seus metabólitos em amostras de solo da

área pulverizada em decorrência do surto de leishmaniose na cidade do Rio de

Janeiro em 1990. (Vieira, Torres e Malm, 2001). Torres e colaboradores (2002b)

estudaram a presença de p,p´- DDT em amostras de solo, sedimento e peixes na

Região Amazônica e comprovaram os elevados níveis deste contaminante em

decorrência do seu uso histórico no combate a malária.

Recentes estudos relatam a presença de pesticidas organoclorados na

Região Nordeste do Brasil (Araújo et al., 1998; Tavares et al., 1988). Em São Paulo,

a presença de compostos organoclorados em águas de mananciais, água potável,

solos e sedimentos foram constatados em vários estudos, na região de Bauru

(Rissato et al., 2004), na região da Bacia do Rio Piracibaba (Del Grande, Rezende e

Rocha, 2003), com destaque para a região de Cubatão, onde se localizava a

Rhodia, indústria produtora de pentaclorofenol (Silva, 1998).

Foi reportado por Polese e Ribeiro que o hexaclorobenzeno (HCB), um

fungicida e sub-produto resultante da manufatura de vários hidrocarbonetos

clorados, e o pentaclorofenol (PCF), um inseticida, fungicida e herbicida, foram

despejados por uma companhia química perto de uma área populacional na cidade

de São Vicente, Estado de São Paulo, Brasil (Polese e Ribeiro, 1998).

Segundo trabalho realizado por Japenga (1988), os efeitos da acumulação no

ambiente local dos compostos organoclorados é evidenciado em estudos da

contaminação da população em diferentes regiões brasileiras. Paumgarttem e

colaboradores estudaram a presença de dibenzo-p-dioxinas (PCDDs) e furanos

(PCDFs), bifenilas policloradas (PCBs) e outros organoclorados em leite humano

procedente do Rio de Janeiro. (Paumgarttem et al., 2000). A presença da família do

DDT e PCBs foram também verificadas em peixes da Baia da Guanabara por da

Silva et al 2003. (Da Silva et al., 2003).

Lindano (isômero ? do HCH), um inseticida freqüentemente utilizado por

várias década, foi banido devido a sua persistência no meio ambiente e seus efeitos

adversos na saúde humana. Este composto foi produzido em uma área rural na área

metropolitana do Rio de Janeiro entre 1950 e 1955 para ser usado contra vetores de

doenças de Chagas e malária. Durante a produção de lindano, outros isômeros de

HCH, a-, ß- e d- HCH foram separados e descartados a céu aberto, fora da fábrica

(Österreicher-Cunha et al., 2003).

Vários problemas, incluindo o banimento de HCH do Brasil, levaram ao

fechamento da planta em 1955; neste processo, grandes quantidades de HCH foram

deixadas em aberto. Durante os anos seguintes, parte dos produtos foram

derramados e entraram no meio ambiente quando os prédios foram demolidos. No

final dos anos 80, evidências foram encontradas que o HCH estava sendo vendido

nos mercados locais como remédio contra piolho (Österreicher-Cunha et al. 2003).

Torres e colaboradores (1999) desenvolveram metodologia para análise de

micropoluentes orgânicos persistentes: inseticidas organoclorados (OCs), bifenilas

policloradas (PCBs) e hidrocarbonetos policíclicos aromáticos (HPAs) em diferentes

amostras de sedimentos fluviais em dois sistemas hídricos: o rio Paraíba do Sul –

Rio Guandu, a mais importante fonte de água potável do estado do Rio de Janeiro e

o Rio Rato, um afluente do rio Tapajós, no estado do Pará.

Outras áreas no Brasil têm sido recentemente investigadas para poluentes

orgânicos. Japenga et al. reportaram a presença de até 80 ppb de DDT, 20 ppb de

PCBs e 1,5 ppm de HPAs em sedimentos costeiros da região do Rio de Janeiro. Na

base do rio Paraná, maiores concentração de HCB (0,5 ppm) e alguns ciclodienos

foram reportados por Tanamati et al. (Torres et al., 1999).

Tomassi (1985) apresentou a primeira avaliação brasileira de níveis de

organoclorados no estuário litorâneo de Santos, Estado de São Paulo. A análise de

resíduos em amostras ambientais foi também conduzida próximo a áreas

importantes de agricultura do Estado do Paraná no Brasil. Foi encontrado que em 43

% das amostras, o HCB pode ser detectado. Em 38 %, aldrin foi encontrado e

resíduos de heptacloro estavam presentes em 18 % das amostras (Tanamati et al.,

1991).

Alguns estudos durante as décadas passadas mostraram que em outras

partes do mundo, assim como no Brasil, a contaminação por micro-poluentes

orgânicos, fora dos campos de agricultura, está diretamente relacionada a

urbanização (Luchini et al, 1981; Tomassi, 1985). Existem também alguns exemplos

do uso de radiotraçadores no estudo do destino de pesticidas em solos brasileiros

(Helene et al, 1981; O’Connor et al, 1991). Estes estudos reforçam a importância do

material orgânico e umidade nos processos de sorção e volatilização de

organoclorados sob condições tropicais.

Na área agrícola, em alguns casos é permitida a utilização de alguns

ciclodienos, como Endosulfan, mas apenas depois de uma avaliação especial e

inspeção do problema da colheita.

Um relatório da CETESB, de vinte anos atrás, apresentou concentrações de

organoclorados em sedimentos de fundo da base do rio Paraíba do Sul, acima da

represa do Funil, na ordem de 1.000 vezes maiores que os encontrados no trabalho

realizado por Torres e colaboradores (CETESB, 1978). Dez anos após, esta

contaminação desapareceu virtualmente e nenhum resíduo de PCB ou

organoclorado estava presente nos sedimentos coletados na represa do Funil,

próximo a divisa entre os Estados de São Paulo e Rio de Janeiro (Coelho &

Fonseca, 1988). Foram encontrados baixos níveis de inseticidas organoclorados,

sendo mais marcante a presença de PCBs, refletindo a urbanização e o

desenvolvimento industrial do Vale do Rio Paraíba do Sul (Pasin,1988).

Japenga e colaboradores reportaram em 1988 concentrações de micro-

poluentes orgânicos em sedimentos na área litorânea do Rio de Janeiro (Japenga et

al.,1988). Os valores de OCs e HPAs estavam dentro da mesma ordem de

magnitude que os reportados por Torres et al (2002a). O mesmo pode ser dito sobre

os reportados por Lima, trabalhando com amostras centrais da Baia de Guanabara,

próxima a cidade do Rio de Janeiro, em 1996 (Lima, 1996).

Apesar do rio Guandu receber maior parte da sua água do rio Paraíba do Sul,

a presença de micro-poluentes orgânicos é notavelmente diversa, e apenas traços

de pesticidas clorados (HCB) ou HPAs estão presentes em alguns afluentes. Este

trabalho desenvolvido por Torres et al. representa a primeira pesquisa de

concentrações de POPs na mais importante fonte de água para mais de 10 milhões

de pessoas que moram na área metropolitana do Rio de Janeiro. Os resultados

apresentados indicam que contaminantes industriais, principalmente HPAs, estão

alcançando importantes reservatórios que são usados para consumo de água

(Torres et al., 2002a).

Desde de meados dos anos 80, a utilização de inseticidas organoclorados

tem sido severamente restrita no Brasil. Entretanto, é de conhecimento a existência

de grandes estoques destes compostos em algumas fazendas, e provavelmente

ainda estão sendo vendidos ao redor do país por vendedores não registrados.

Apenas o DDT e o ?-HCB podem ser usados pelo Ministério da Saúde contra

vetores de doenças tropicais, como a malária, febre amarela, dengue e

leishmaniose, apesar que, desde do final de 1993, o Ministério da Saúde decidiu não

continuar com o uso destes compostos (Torres et al.,2002a/b).

Atualmente, as bifenilas policloradas (PCBs) não são mais produzidas. Desde

a descoberta de Jensen de PCBs (Jensen et al., 1969) em carne de pássaro e peixe,

essas substâncias tornaram-se problema de grande interesse. Nenhum uso aberto é

permitido, podem ser usadas apenas em sistemas fechados como em

transformadores elétricos, como fluido dielétrico. Entretanto, a maioria dos

equipamentos elétricos contém PCBs como fluido dielétrico. Apesar de sua liberação

no meio ambiente não ser freqüente, acidentes envolvendo vazamentos e

contaminação direta de águas superficiais e subterrâneas, especialmente próximo a

instalações elétricas e grandes fundidores têm ocorrido (Torres et al., 1999).

Em 1988, enquanto tentava-se proteger os transformadores elétricos de um

incêndio na casa de fundição de Thyssen, mais de 200 kg de ascarel (um óleo

mineral contendo PCBs) foi despejado no rio Paraíba do Sul por trabalhadores da

fábrica. Todas as plantas de tratamento de água situadas abaixo deste ponto

tiveram que parar a operação de suas bombas.

Apesar da proibição da produção dos POP, os estoques destes poluentes são

inúmeros, uma vez que diversas áreas contaminadas são hoje fontes de emissão

destes compostos para o meio ambiente, contaminando desta forma a população de

entorno, sem que sejam tomadas as medidas necessárias para a remoção do solo

contaminado destes sítios (Da Silva et al., 2003).

De acordo com relatório publicado pelo Programa de Meio Ambiente das

Nações Unidas em 1998, o Brasil não produz industrialmente nenhum dos 10 POPs

seguintes: aldrin, heptacloro, clordano, hexaclorobenzeno, DDT, mirex, dieldrin,

PCBs, endrin e toxafeno. Já as dioxinas e os furanos, por serem considerados sub-

produtos, são produzidos de forma não intencional e sem controle legal. A

contaminação de cal por dioxinas em 1999 na fábrica da empresa Solvay, no

Município de Santo André, Estado de São Paulo, ilustra bem essa situação

(Greenpeace Brasil, 2004).

Outro caso semelhante foi a queima de aparas industriais de PVC resultantes

do processo de produção de carros da montadora FIAT, no Município de Formiga,

em Minas Gerais. A queima destes resíduos industriais de PVC em fornos para

fabricação de cal gerou a contaminação da cal (Greenpeace Brasil, 2004).

Além da produção "indireta" de dioxinas e furanos, existe o problema de

importação de alguns dos POPs. O principal deles é o heptacloro, que é utilizado

como conservante para madeira. No banco de dados nacional de importação e

exportação (CACEX), constam no ano de 1998 os registros de importações de 3

persistentes: aldrin (18 kg), DDT (55 kg) e heptacloro (38 ton) (Greenpeace Brasil,

2004).

Segundo a FEEMA (1986), os compostos organoclorados, proibidos pela

Portaria nº 329 de setembro de 1985 (Brasil, 1985) pela sua alta persistência e

toxicidade, não estão sendo utilizados nas culturas, substituídos pelos

organofosforados, ditiocarbamatos e piretróides.

Enquanto que normas governamentais têm sido estabelecidas para controle

de poluição da água por pesticidas, nada existe com relação a poluição do solo,

sendo então importante o desenvolvimento de métodos adequados, precisos e

sensíveis para determinar a extensão de contaminação de solo (Polese e Ribeiro,

1998).

O comportamento destes compostos poluentes no meio ambiente é

determinado por propriedades físico-químicas destes compostos e sua relação com

o processo como adsorção, lixiviação, vaporização e degradação. Para estudar o

destino destes compostos em compartimentos ambientais selecionados, os

poluentes devem ser extraídos de diferentes matrizes (sedimento, solo, ar, água e

biota).

Desta forma, este trabalho contribui para o inventário de POPs em território

nacional, através da determinação de poluentes organoclorados persistentes em

solos de fragmentos da Mata Atlântica, no Parque Nacional da Serra dos Órgãos,

área de conservação/preservação ambiental.

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 POLUENTES ORGÂNICOS PERSISTENTES (POPs)

Os poluentes orgânicos persistentes (POPs) são substâncias geradas por

processo naturais e antrópicos e ocorrem em todos os compartimentos ambientais:

solo, água, ar e biota.

Pela definição, são substâncias orgânicas sintéticas consideradas tóxicas e

com efeitos nocivos ao meio ambiente e ao homem. Resistentes à degradação

química, biológica e fotolítica, afetam a saúde humana e os ecossistemas mesmo

em pequenas concentrações, além da biomagnificação na cadeia alimentar

(Greenpeace Brasil, 2005; Yogui, Santos e Montone, 2003). Sendo também, sujeitos

ao transporte à longa distância, podendo acumular-se em áreas bem distantes de

onde foi inicialmente usado ou emitido. Alguns apresentam efeitos cancerígenos e

causam distúrbios hormonais e nos sistemas imunológico e reprodutivo (Tortoriello,

2004).

Estas substâncias tóxicas são geradas em diversos processos industriais,

entre eles:

• Produção do PVC: plástico utilizado em brinquedos, utensílios domésticos,

tubos e conexões, embalagens de alimentos etc;

• Produção de papel: através do processo de branqueamento com cloro;

• Geração e composição de produtos agrícolas: um grande número de

herbicidas, inseticidas e fungicidas;

• Incineração de lixo: doméstico, industrial e hospitalar;

• Processos industriais: todos os que empregam cloro e derivados do petróleo.

Dos inúmeros POPs que existem no ambiente foram identificados doze dos

mais persistentes e bioacumuláveis, também conhecidos como a "dúzia suja" (dirty

dozen). São eles, Aldrin, clordano, Mirex, Dieldrin, DDT, dioxinas, furanos, PCBs,

Endrin, heptacloro, BHC e toxafeno. Estes POPs estão controlados através da

Convenção de Estocolmo (2001) que entrou em vigor em 17 de maio de 2004 e

determina a proibição da produção e controle do uso indiscriminado destes

poluentes.

Através deste tratado internacional, a maioria destes POPs já foram banidos

ou tiveram seu uso reduzido no mundo. Como signatário do Protocolo de Estocolmo,

o Brasil não produz estes poluentes, porém importava três deles (Heptacloro, DDT e

Aldrin) para uso industrial.

No entanto, os problemas decorrentes da ação dos POPs ainda são

inúmeros. Pode-se observar que existem extensas áreas contaminadas, e por

conseqüência, a população é afetada de forma direta ou indireta, sem que haja o

controle adequado da situação (Ziglio e Comegna, 2004).

Neste sentido, o Brasil ratificou a Convenção de Estocolmo, por meio do

Decreto Legislativo n.º 204 de 07 de maio de 2004 (Brasil, 2004a), que aprova o

texto da Convenção de Estocolmo sobre poluentes orgânicos persistentes.

Entretanto, mesmo após a ratificação, permanece o heptacloro na lista de exceções

do Brasil (Greenpeace Brasil, 2005; Coalizão Rios Vivos, 2004).

2.2 ORIGEM E FONTE DOS POPs

Durante e após a Segunda Guerra Mundial, nas décadas de 1940 e 50,

ocorreu uma enorme proliferação destas substâncias. Naquela época era necessário

aumentar a produção de alimentos no mundo, para fazer frente ao crescimento

populacional. Esta necessidade, aliada ao rápido desenvolvimento científico e

tecnológico, promoveu a produção de uma quantidade enorme de poluentes. Entre

eles estão:

• HCH

Em 1825, Michael Faraday verificou que o benzeno (C

) reagia com cloro

quando exposto à luz ultravioleta. A luz quebra as moléculas do gás cloro (Cl

deixando os átomos livres para romper as ligações duplas entre os átomos de

carbono do benzeno, adicionando-se a ele. O produto obtido, o

hexaclorociclohexano, é comercializado com o nome de BHC, e consiste na mistura

de várias substâncias isômeras, isto é, constituídas pelos mesmos tipos e

quantidades de átomos, mas que estão organizados de forma diferente (Nass e

Francisco, 2002).

A lista de exceções é uma solicitação feit

a pelo país signatário da convenção para que a

referida substância não faça parte, por um período, das discussões ou dos planos de ação de

banimento do país em questão.

Uma destas substâncias, o lindano, foi separado e utilizado como princípio

ativo de inúmeros produtos utilizados em crianças para combater piolhos e pulgas.

Observou-se que seu uso prolongado causa danos no fígado. Devido à alta

toxicidade, o uso do HCH tem sido bastante combatido desde os anos 1970. O

envenenamento de seres humanos pode ser causado por inalação, ingestão ou

absorção pela pele. A substância tóxica causa desde sonolência até convulsões e

colapsos circulatórios, além do câncer (Nass e Francisco, 2002).

• DDT e inseticidas organoclorados

O composto 1,1-bis(4-clorofenil)-2,2,2-tricloroetano, mais conhecido pela sigla

DDT, foi preparado pela primeira vez em 1874, através da reação de condensação

de clorobenzeno com um aldeído, o cloral, ou tricloroetanal. Entretanto, suas

propriedades inseticidas só foram descobertas 65 anos depois, em plena Segunda

Guerra Mundial, tendo um importante papel na vitória dos Aliados, que o utilizaram

largamente em áreas quentes, no combate a doenças transmitidas por mosquitos,

antes de batalhas. Tal descoberta rendeu a Paul Müller o Prêmio Nobel de Medicina

de 1948, pelas milhões de vidas salvas pelo DDT (Nass e Francisco, 2002).

Apenas na década seguinte começou-se a perceber que o DDT persiste no

ambiente mesmo depois de vários anos da aplicação, e que ele se acumula no

organismo de animais superiores. Isto ocorre porque o DDT é pouco solúvel em

água, mas solúvel em gorduras (D’Amato, Torres e Malm, 2002).

Além do DDT, outras substâncias com propriedades inseticidas foram

fartamente utilizadas na agricultura, com efeitos toxicológicos semelhantes, como

aldrin, dieldrin, endrin, heptacloro, clordano, toxafeno e mirex.

• Dioxinas

O termo “dioxinas” é a denominação comumente usada, embora não seja a

nomenclatura química correta para a classe química conhecida como dibenzo-p-

dioxinas policlorados (PCDDs) e dibenzofuranos policlorados (PCDFs).

O número de átomos de cloro nestes compostos varia entre 1 e 8, resultando

em 75 diferentes PCDDs e 135 PCDFs possíveis. O congênere (membro do grupo)

mais tóxico destes produtos químicos é o 2,3,7,8 tetraclorodibenzo-p-dioxina (TCDD)

(Luscombe, 1999).

As dioxinas constituem uma classe de substâncias orgânicas muito estáveis.

Elas são subprodutos de alguns tipos de indústrias químicas, de incinerações de

lixo, da combustão de madeira, de decomposições de produtos de origem vegetal e

de transformações de herbicidas por processos enzimáticos. O controle de todos

esses processos é bastante complicado, muitas vezes independente da ação

humana, o que dificulta a eliminação de tais compostos (Nass e Francisco, 2002).

Estudos feitos no Canadá revelam que, apenas naquele país, são lançadas

no ar 58,7kg de dioxina por ano, devido a queimadas de florestas. Tal quantidade

parece pequena, mas é preocupante comparada à toxicidade da dioxina (Nass e

Francisco, 2002).

• PCBs e furanos

PCBs (bifenilas policloradas) é o nome genérico dado à classe de compostos

orgânicos clorados de alta toxicidade, largamente utilizados na indústria moderna,

resultante da reação do grupo bifenila com cloro anidro na presença de catalisador.

Foram sintetizados inicialmente por volta de 1800 na Alemanha, porém sua

produção em escala industrial foi iniciada a partir de 1922 (Penteado e Vaz, 2001).

Os produtos clorados são líquidos de baixa pressão de vapor, de baixa

inflamabilidade, quimicamente inertes e excelentes isolantes térmicos. Com tantas

características industrialmente interessantes, este é um dos compostos de mais

difícil eliminação. Era utilizado nos equipamentos elétricos contendo Ascarel (nome

comercial do PCB) em transformadores e capacitores como fluído dielétrico. Entre as

décadas de 60 a 80 começaram a ocorrer acidentes, onde a alta toxicidade dos

Ascaréis ficou nítida (Oliveira, 2002).

Como as leis brasileiras não obrigam a substituição de equipamentos

contendo Ascarel estes se tornam fontes de potencial contaminação (Penteado e

Vaz, 2001).

Além de sua toxicidade, podem reagir com o oxigênio do ar produzindo

furanos, moléculas estruturalmente semelhantes às dioxinas e tão tóxicas quanto

elas (Nass e Francisco, 2002).

2.3 AGROTÓXICOS

Agrotóxicos, defensivos agrícolas, agroquímicos, praguicidas, pesticidas,

desinfestantes, biocidas são denominações dadas às substâncias ou misturas de

substâncias, naturais ou sintéticas, utilizados na agricultura para o combate de

pragas e tem utilização ampla, incluindo herbicidas, inseticidas, acaricidas,

nematicidas, raticidas, fungicidas e bactericidas.

A Organização Mundial da Saúde (OMS) define pesticida ou praguicida como

toda substância capaz de controlar uma praga em seu sentido amplo, que possa

oferecer risco ou incômodo às populações e ao ambiente (SUCEN, 2001).

Segundo a Organização das Nações Unidas para a Agricultura e Alimentação

FAO (2003), o termo pesticida ou agrotóxico é usado para designar qualquer

substância ou mistura de substâncias destinadas a prevenir, destruir ou controlar

pragas. Entende-se como praga vetores de enfermidades humanas e de animais,

espécies não desejadas de plantas ou animais, que causam prejuízo ou que

interferem na produção, elaboração, armazenagem, transporte ou comercialização

de alimentos, produtos agrícolas, madeiras ou produtos de madeira. Este conceito

inclui, ainda, as substâncias utilizadas no controle do crescimento de plantas,

desfolhantes, dessecantes, agentes para evitar a queda prematura de frutas e

aquelas aplicadas nas culturas antes e depois da colheita, para proteger o produto

contra a deterioração durante o armazenamento e o transporte.

2.4 AGROTÓXICOS ORGANOCLORADOS

Os agrotóxicos organoclorados são relativamente inertes e apresentam alta

estabilidade que está relacionada às ligações carbono-cloro. Estes compostos são

muito estudados devido à alta toxicidade, baixa biodegradabilidade e

biossolubilidade em tecido lipídico. Alguns destes compostos podem persistir por 15

a 20 anos no solo e parte destes serem arrastados pelas chuvas (por lixiviação) para

o interior dos cursos de água, que também recebem estes compostos através de

efluentes industriais, de esgotos, de sedimentos, da atmosfera e por contaminação

direta durante a aplicação.

O emprego de agrotóxicos orgânicos na agricultura desde 1940 promoveu,

um aumento na produtividade possibilitando o atendimento da demanda alimentícia

na maioria dos países. Apesar destes benefícios, o relato de intoxicações por

defensivos agrícolas preocupa as autoridades, especialmente pelo fato de que essas

intoxicações acontecem pela ingestão gradativa destes produtos que contaminam a

água, o solo e uma variedade de alimentos. O uso de muitos destes compostos foi

proibido devido à constatação do efeito cumulativo e prejudicial, que ocorre pela

transferência de pequenas quantidades ao longo das cadeias alimentares (Oviedo,

2002).

2.5 CLASSIFICAÇÃO DOS AGROTÓXICOS ORGANOCLORADOS

As propriedades tóxicas dos pesticidas organoclorados não são semelhantes.

É por isso que o termo geral “pesticidas organoclorados” refere-se a muitas

substâncias orgânicas halogenadas que estão sendo usadas na atualidade e que

estavam sendo usadas no passado, em formulações de pesticidas. Tais substâncias

podem ter estruturas químicas muito variadas e consequentemente suas

propriedades físicas e as tóxicas, também diferem amplamente (Patnaik,2003).

Alguns dos pesticidas mais conhecidos desta classe, muitos dos quais aparecem em

listas de poluentes ambientais prioritários da US-EPA, podem ser classificados, de

acordo com suas estruturas, nos seguintes tipos:

1. Hexaclorooctahidronaftaleno (ex: Aldrin, Dieldrin, Endrin, Endrin cetona e

Endrin aldeído);

2. Camfeno clorado (ex: Heptacloro, Clordano, Heptacloro époxido e

Toxafeno);

3. Difeniletano Clorado (ex: DDT, DDD, Metoxicloro e Pertano);

4. Hexaclorociclohexano (ex: Lindano e seus isômeros a, ß e d);

5. Pentaciclodecano clorado (ex: Mirex e Kepono).

Embora as propriedades tóxicas sejam mais ou menos iguais para

substâncias estruturalmente semelhantes, como Heptacloro e o Clordano, o grau de

toxicidade pode variar significativamente com a substituição do cloro no composto.

Na Natureza, o aldrin e heptacloro são transformados, respectivamente em

dieldrin e heptacloro epóxido, ambos mais tóxicos e persistentes que seus

precursores (Yoghi, 2002).

Pesticidas organoclorados são altamente lipofílicos. Eles podem penetrar na

membrana celular rapidamente e se distribuir entre os tecidos adiposos e água

extracelular, bem como dentro das células. É conhecido que a maioria dos

pesticidas clorados acumulam-se no tecido adiposo e em outros (Patnaik, 2003).

Alguns pesticidas, como o DDT e os produtos de sua degradação como o p,p’

– DDT e o p,p’- DDE têm coeficientes de partição água/octanol muito altos e podem

bioacumular e permanecer no meio ambiente por anos.

Muitos pesticidas organoclorados são neurotoxinas, alguns deles são

altamente tóxicos. Entre eles destacam-se o endrin, lindano, aldrin e dieldrin.

Estruturalmente, aldrin, dieldrin e endrin são muito parecidos. Os dois últimos são

estereoisômeros. Entre os hexaclorociclohexanos, o γ-isômero do lindano é mais

tóxico do que os outros três isômeros: a-BHC, ß-BHC e d-BHC. Estruturalmente,

heptacloro e clordano têm características semelhantes. (Patnaik, 2003).

Entre os sintomas tóxicos agudos causados por pesticidas clorados estão a

dor de cabeça, tonteira, perda de cooordenação motora, náusea, vômito, tremores e

convulsões. Encontrou-se que muitos pesticidas clorados, como DDT, aldrin,

dieldrin, endrin, mirex e kepone mostraram ser teratogênicos em estudos com

animais. Há também, evidências limitadas dos efeitos causadores de câncer destes

e de outros pesticidas clorados em seres humanos. Por causa da alta toxicidade e

potencial carcinogênico, muitos destes compostos não são produzidos ou usados.

(Patnaik, 2003).

2.6 IMPACTO NO AMBIENTE

O emprego de agrotóxicos organoclorados, nas últimas décadas, tem

produzido acumulação de resíduos tóxicos em vários ecossistemas em todo mundo.

A concentração destes compostos tem alcançado níveis tóxicos em vários

organismos terrestres, como pássaros e mamíferos, assim como em organismos

aquáticos. Os resíduos de agrotóxicos organoclorados têm se tornado parte

intrínseca dos ciclos biológicos, geológicos e químicos da Terra e têm sido

detectados no ar, água, solo, plantas, invertebrados marinhos e mesmo, na neve e

em pingüins da Antártica e do Ártico onde eles não são empregados (Rissato et al,

2004).

Apesar de parte destes micro-poluentes se acumularem ao longo da cadeia

alimentar, grande parte ainda permanece nos corpos da água podendo contaminá-

la, tornando-a imprópria para consumo.

O impacto na qualidade da água e do solo devido ao uso de agrotóxicos está

associado a diversos fatores tais como o ingrediente ativo da formulação,

contaminantes que existem como impurezas do princípio ativo e aditivos que são

misturados (agentes molhantes, diluentes ou solventes, adesivos, conservantes e

emulsificantes). Os metabólitos resultantes da degradação química, microbiológica

ou fotoquímica do ingrediente ativo são motivos de grande apreensão uma vez que

muitos possuem atividade ecotoxicológica muitas vezes mais intensa que a molécula

original (Hemond e Fechener-Levy, 2000).

A qualidade da água tem recebido considerável atenção nas legislações

ambientais. Por exemplo, a União Européia (EU) preconiza que a concentração de

pesticidas individuais em água potável não deve exceder 0,1 µgL

-1

(EEC,1980). Os

níveis máximos de contaminantes (“Maximum Contaminant Level, MCL”) têm sido

estabelecidos pelo “Environmental Protection Agency (EPA)” para muitos

agrotóxicos, incluindo os organoclorados.

Os sistemas de tratamento alternativo de águas, tais como filtração (usando

carbono ativado granular), poderiam ser utilizados para melhorar a qualidade da

água potável, entretanto, além de custo elevado, muitas vezes não atingem os

padrões satisfatórios de qualidade (Rissato et al, 2004).

Devido à alta complexidade dos processos ambientais, o estudo do impacto

ambiental devido ao uso de agrotóxicos é bastante difícil. Os compartimentos de

maior interesse (campos agrícolas, rios e águas superficiais e subterrâneas) estão

sujeitos a grande variabilidade no espaço e no tempo (Einax et al., 1997).

Diante deste panorama, há necessidade de monitoramento constante dos

níveis de concentração em receptáculos como solos e águas.

O atendimento desta necessidade tem motivado o desenvolvimento de

diferentes métodos analíticos visando a identificação e quantificação de resíduos de

pesticidas nos compartimentos ambientais (Dores e De-Lamonica-Freire, 2001; Del

Grande, Rezende e Rocha, 2003; Rissato et al, 2004).

2.7 DANOS CAUSADOS PELOS POPs

2.7.1 EFEITOS NA SAÚDE HUMANA

Os POPs produzem uma ampla gama de efeitos tóxicos, principalmente aos

sistemas reprodutivos, nervoso e imunológico, além de causarem câncer, em

animais e seres humanos. Muitos destes efeitos ocorrem porque alguns poluentes

são capazes de mimetizar ou bloquear determinados hormônios, particularmente

hormônios sexuais. Além de afetar enzimas que controlam as reações bioquímicas

no organismo. Existem POPs que também atingem os neurotransmissores,

substâncias químicas do sistema nervoso, assim como as células do sistema

imunológico (Greenpeace, 2005).

Expor uma gestante a estas substâncias pode provocar a morte do feto e

aborto espontâneo, diminuição de peso e tamanho ao nascimento, alterações de

comportamento e rebaixamento da inteligência. Outras conseqüências são a

depressão do sistema imunológico, redução da resistência óssea e efeitos no

sistema reprodutivo. Muitos poluentes estão associados ao surgimento de alguns

tipos de câncer, como câncer de fígado, no trato digestivo, no pâncreas, no pulmão,

na mama, entre outros (Greenpeace, 2005).

2.7.2 EFEITOS NA VIDA SELVAGEM

Em várias partes do mundo foram relatados o declínio de populações da

fauna selvagem pela presença de POPs. Relacionaram-se estas substâncias com o

aumento do número de deformidades e morte de embriões, a feminilização de

machos, o déficit de desenvolvimento dos órgãos sexuais, a infertilidade e o

comportamento anormal no cuidado com as crias. Algumas espécies de pantera, por

exemplo, apresentaram defeitos reprodutivos e de desenvolvimento e anomalia em

espermatozóides. Afinamentos nas cascas dos ovos do falcão peregrino foram

detectados e uma espécie de truta canadense sofreu morte embrionária

(Greenpeace, 2005).

2.8 MOBILIDADE DOS POPs

2.8.1 INTRODUÇÃO DE POLUENTES PERSISTENTES NO SOLO

A introdução de pesticidas no ambiente (solo, água e atmosfera) ocorre

através da dispersão de formulações liquidas e espalhamento de pós, microcápsulas

e grânulos (Hime, Loats e Bailey, 1990). Outros meios a considerar são

derramamentos acidentais, a disposição inadequada de embalagens, a estocagem e

a lavagem de recipientes nos quais se preparam as soluções de pesticidas para

aplicação (De Assumpção, 2000).

Durante a pulverização aérea das culturas, grande parte dos pesticidas

aplicados atinge o solo. Quando a aplicação é foliar, isto é, procurando apenas

atingir a cobertura vegetal, os pesticidas que se acumulam na superfície das folhas

são transportados ao solo após a lavagem das mesmas pelas águas das chuvas.

(De Assumpção, 2000). Existe, também, a prática de aplicação de pesticidas

diretamente no solo para a eliminação de organismos danosos a plantação

(Edwards, 1983).

Segundo Scheunert (1992), o solo comporta-se como um reservatório de

pesticidas persistentes, no qual são submetidos a processos físicos, físico-quimicos

e biológicos. Tais processos governam o comportamento e o destino dos pesticidas

no solo, tornando-os passiveis de absorção por organismos e componentes do solo,

podendo ser transportados para outros compartimentos (água subterrânea e

atmosfera) e/ou sofrerem transformações de natureza química e bioquímica,

gerando outros produtos.

2.8.2 PERSISTÊNCIA E MOBILIDADE NO SOLO

O comportamento do agrotóxico no ambiente é orientado basicamente pelos

processos de retenção, transformação e transporte. Os processos de retenção são

resultantes da interação entre o princípio ativo e a partícula do solo, podendo ser

reversíveis ou não. São freqüentemente descritos como adsorção. (Marchetti e

Luchini, 2004). Esses processos podem retardar ou acelerar o movimento do

produto em diferentes profundidades do solo influenciando, dessa forma, na sua

disponibilidade e interação com outros processos, principalmente os relacionados a

transformações bioquímicas e a erosão (Pessoa et al, 2004). Os processos de

transformação podem ser de natureza química (catálise, fotoquímica) ou biológica

(microorganismos), encontrados naturalmente no ambiente ou induzidos. As

transformações bióticas resultam geralmente na degradação da molécula original

tendendo a diminuir a sua toxicidade, muito embora o processo também possa gerar

moléculas mais tóxicas que a original. Os principais processos que favorecem o

transporte de agrotóxicos são volatilização, lixiviação, escoamento superficial (ou

“run-off”) e evaporação (Cheng, 1990). Estes são importantes processos de

transporte, no qual os agrotóxicos alcançam os recursos hídricos subterrâneos

afetando sua qualidade (Marchetti e Luchini, 2004).

Os principais parâmetros de mobilidade do pesticida no solo são: coeficiente

de adsorção à matéria orgânica no solo (K

), meia-vida do produto no solo (T

1/2

), e

solubilidade em água (Filizola et al.,2002).

O K

é fator preditivo da biodisponibilidade do agrotóxico, uma vez que os

produtos hidrofóbicos (insolúveis em água) podem ligar-se reversivelmente ao

material orgânico. O valor K

mede a tendência que um composto químico tem de

sofrer partição entre a fase sólida e a solução do solo no sistema solo-água (Pessoa

et al, 2004). O K

representa a adsorção do pesticida no solo normalizado em

relação ao conteúdo de carbono orgânico, para fornecer uma representação única

de um determinado pesticida para todos os solos (Ferrell, 2002).

A meia-vida (T

1/2

) é o período de tempo decorrido para que metade (1/2) da

concentração inicial de pesticida aplicado ao solo degrade. Este parâmetro é útil

para a comparação da persistência relativa de diferentes agrotóxicos no ambiente.

Assim, são importantes para o entendimento dos seus potenciais de impacto no solo

ou na água (Rao and Hornsby, 2001).

A solubilidade em água é a quantidade máxima do princípio ativo que se

pode dissolver em 100 mL de água, a uma temperatura específica. Desta forma,

esta propriedade determina o equilíbrio de partição pelo controle das concentrações

no meio ar/água, como também as velocidades de evaporação do agrotóxico que

está presente no solo ou na água para o ar, e a de absorção do produto que está

presente na água. Assim, ela é um indicativo da facilidade do composto em sofrer

lixiviação (Blanco, 1979).

Pesticidas não-persistentes têm meia-vida de 30 ou menos dias, enquanto,

pesticidas moderadamente persistentes tem meia-vida de 30 a 99 dias, e pesticidas

persistentes tem meia-vida maior que 100 dias.

A persistência de alguns pesticidas organoclorados no solo foi estudada por

Edwards (1966), os resultados obtidos estão apresentados na Tabela 1 (De

Assumpção, 2000).

Tabela 1. Persistência de Pesticidas Organoclorados no Solo

Pesticida Dose Media

Anual (kg.ha

-1

)

Meia Vida

(anos)

95 % de

Degradação

Faixa (anos)

95 % de

Degradação

media (anos)

Aldrin 1,1 – 3,4 0,3 1 – 6 3

DDT 1,1 – 2,8 2,8 4 – 30 10

Dieldrin 1,1 – 3,4 2,5 5 – 25 8

Endrin 1,1 – 3,4 2,2 3 – 20 7

Heptacloro 1,1 – 3,4 0,8 3 – 5 3,5

Lindano 1,1 – 2,8 1,2 3 – 10 6,5

Observa-se na tabela acima que os pesticidas DDT e dieldrin são os mais

persistentes no solo, seguidos em ordem crescente pelo endrin, lindano, heptacloro

e aldrin. Nash e Woolson (1967), baseados em tratamentos experimentais de solos

com pesticidas, seguidos de analise regular de resíduos, confirmaram a persistência

dos mesmos pesticidas no solo, na mesma seqüência obtida por Edwards.

Segundo Hime et al (1990), no solo, um pesticida persistente não se hidrolisa

nem biodegrada facilmente, possui baixa volatilidade, alto coeficiente de partição e

baixo potencial para mover-se através do perfil do solo.

O estudo da mobilidade de pesticidas no solo permite avaliar a probabilidade

destes virem a contaminar outros compartimentos ambientais (águas subterrânea,

águas superficiais e atmosfera), e também tomar decisões quanto à disposição de

resíduos e selecionar processos de remediação (De Assumpção, 2000).

A contaminação das águas subterrâneas esta ligada à capacidade de

lixiviação dos pesticidas através do perfil do solo, e o transporte para a atmosfera

depende da volatilização dos mesmos a partir da matriz do solo. A volatilização de

pesticidas a partir do solo ocorre através da fração dessorvida e solubilizada nas

águas do solo.

Ambos os processos, inclusive a biodisponibilidade, são controlados pela

sorção dos pesticidas pelos componentes do solo (Barcelò & Hennion, 1997). A

importância da matéria orgânica como superfície sorvente hidrofóbica, foi

demonstrada por Bouchard (1989), onde um aumento no teor de matéria orgânica

resulta em aumento da sorção. De acordo com Barcelò & Hennion (1997), a relação

entre mobilidade e sorção de pesticidas pode ser resumida como:

• Aumento no teor de argila e de matéria orgânica reduz a mobilidade

• Decréscimo no teor de umidade aumenta a sorção e reduz a mobilidade

• Aumento de temperatura reduz a sorção e aumenta a mobilidade

2.8.3 PROCESSO DE DESTILAÇÃO GLOBAL

A maior parte dos resíduos produzidos pelas indústrias quando despejados

em rios, quase todos acabam, cedo ou tarde, desaguando nos mares. Devido às

correntes marítimas, as águas de todos os oceanos acabam passando pelos Pólos.

É através deste movimento cíclico e contínuo das águas que os poluentes atingem

os pontos mais distantes e ermos do planeta. Dessa forma, contaminam, ao longo

do percurso, a flora e a fauna marinhas (Greenpeace, 2005).

Desta forma uma pessoa não tem necessariamente que morar ao lado de

uma indústria química para ser contaminada. Sendo este outro grande problema dos

POPs. Uma vez liberados na natureza, podem viajar por correntes aéreas e pela

água para regiões distantes de suas fontes de origem mantendo sua capacidade

contaminante. Os solos também podem ser contaminados, atingindo a produção de

alimentos (Greenpeace, 2005).

Em regiões frias próximas aos pólos, encontramos atualmente, concentrações

surpreendentemente altas de produtos químicos tóxicos e persistentes (com

velocidade de biodegradação muito baixa). Alguns exemplos são os PCBs (bifenilas

policloradas, usadas em transformadores elétricos, equipamentos de resfriamento e

materiais de isolamento) e pesticidas como DDT, Lindano e Toxafeno, que nunca

foram utilizados naquelas regiões (Thomas et al, 1992; Sen Gupta, Sarkar e

Kureishey, 1996; Mehlum e Daelemans; 1995; Yoghi, 2002; Lemos, 2005).

Este fenômeno que está transformando as regiões polares em lixeiras

químicas é denominado "destilação global” (Wania e Mackay, 1997).

Alguns POPs são usados ou aplicados em regiões tropicais e temperadas.

Por serem ligeiramente voláteis ou semi-voláteis (evaporarem lentamente) são

transportados pelos ventos na forma gasosa até encontrarem temperaturas mais

baixas. Quando isto ocorre são condensados diretamente na superfície do solo ou

nas partículas presentes em aerossóis, que serão depositadas posteriormente

através da neve ou chuvas (Jones e de Voogt, 1999).

Na realidade, também ocorre evaporação nas regiões mais frias, e o

transporte pelas correntes de ar dos pólos para as regiões tropicais equivale à

corrente inversa. Mas como a condensação e deposição são favorecidas pelas

baixas temperaturas, o balanço final desse processo é o transporte mais intenso

dessas substâncias químicas na direção das regiões polares. Como agravante, tem-

se que, quanto mais baixa a temperatura, mais baixa a velocidade de biodegradação

dos POPs, o que favorece o aumento da concentração desses poluentes nas

regiões mais frias. Atualmente, as grandes concentrações de pesticidas (a-HCH e

toxafeno) encontradas nas águas do mar estão no Oceano Ártico (Wania e Mackay,

1997).

O transporte dos POPs para as regiões polares pode se dar em uma ou em

várias etapas, processo este conhecido como efeito "gafanhoto" (Figura 1), e pode

levar algumas décadas, até que o produto químico seja degradado ou retido de

forma permanente.

Assim como nas regiões onde os POPs foram usados e aplicados, nas

regiões mais frias eles entram nas cadeias alimentares e se acumulam nos peixes,

aves, mamíferos marinhos e no homem.

Figura 1: Processo de Destilação Global ou “Efeito Gafanhoto”

2.8 ESPÉCIES ESTUDADAS

A escolha dos agrotóxicos a serem estudados neste trabalho foi baseada na

lista dos poluentes orgânicos persistentes da Convenção de Estocolmo e Roterdã,

na Resolução do CONAMA N° 357 (Brasil, 2005) e Portaria N° 518 (Brasil, 2004b).

Os órgãos responsáveis pela implementação da Política Nacional do Meio

Ambiente no Brasil são o IBAMA (Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos

Recursos Naturais Renováveis) e o CONAMA (Conselho Nacional de Meio

Ambiente) (Brasil, 1981).

O IBAMA tem a finalidade de coordenar, executar e fazer executar, como

órgão federal, a política nacional e as diretrizes governamentais fixadas para o meio

ambiente, e a preservação, conservação e uso racional, fiscalização, controle e

fomento dos recursos ambientais. Enquanto o CONAMA propõe diretrizes políticas

governamentais para o meio ambiente e os recursos naturais, e delibera, no âmbito

de sua competência, sobre normas e padrões compatíveis com o meio ambiente

(Brasil, 1989).

A Tabela 1 apresenta algumas propriedades físico-químicas para os

organoclorados selecionados como: o peso molecular (PM), a fórmula estrutural,

Altas Latitudes

Baixas Latitudes

Alta mobilidade

Relativa mobilidade

Médias

Latitudes

ciclos sazonais de

deposição e

evaporação

“Efeito Gafanhoto”

Baixa mobilidade

solubilidade, T

1/2

no solo, K

e a solubilidade em água expressa em termos do

coeficiente de partição octanol/água (K

A partir destas propriedades pode-se observar que, por exemplo, o alacloro

tem um coeficiente de adsorção no solo relativamente baixo, o que implica que ele

tem potencial de lixiviar, pois quanto maior o K

, mais fortemente o pesticida estará

retido no material orgânico e pouco provável que este irá lixiviar. No entanto, ele

apresenta também uma meia-vida curta, então geralmente ele não irá persistir

tempo suficiente no solo para alcançar águas superficiais.

Estes valores apresentados na Tabela 2 representam valores típicos da

literatura científica e são úteis para comparar diferenças relativas entre pesticidas,

mas não devem ser interpretados como valores absolutos.

Tabela 2. Propriedades físico-químicas dos poluentes organoclorados persistentes

Nome Comercial P.M. Fórmula Estrutural Solubilidade Pressão de

Vapor (mPa)

1/2

solo

(dias)

Koc

(µg/g)

Kow

(ppm)

Alacloro

269,79

Acet., Et.,

Acet.Et., Éter

2,0 (25ºC)

15 170 240

Aldrin

364,93

Et.

3,1 (20ºC)

28 96.000 0,1

2,4-DDD

320,05

Et, CCl

- - - -

2,4-DDE

318,03

Acet., Benz.,

Pir., Eter

- - -

2,4-DDT

354,49

Acet., Benz.,

Pir., Eter

120 - 0,1

4,4-DDD

320,05

Acet., Benz.,

Pir., Eter

- 770.000 -

4,4-DDE

318,03

Acet., Benz.,

Pir., Eter

- 440.000 -

Tabela 2. Propriedades físico-químicas dos poluentes organoclorados persistentes

Nome Comercial P.M. Fórmula Estrutural Solubilidade Pressão de

Vapor (mPa)

1/2

solo

(dias)

Koc

(µg/g)

Kow

(ppm)

4,4-DDT 354,49

Acet., Benz.,

Pir., Eter

0,025 (20ºC) 120 243.000 0,1

Dieldrin

380,93

Et.

0,1 (20ºC)

1400 10.700 0,1

a-Endosulfan

406,93

Solv. Org. - 50 8.168 0,32

ß-Endosulfan

406,93

Solv. Org. - 50 8.031 0,32

Endrin

380,91

Acet., Benz.,

Et.

20 (20ºC)

- 9.157 -

Heptacloro

373,34

Et.

53 (25ºC)

- 12.000 -

Tabela 2. Propriedades físico-químicas dos poluentes organoclorados persistentes

Nome Comercial P.M. Fórmula Estrutural Solubilidade Pressão de

Vapor (mPa)

1/2

solo

(dias))

Koc

(µg/g)

Kow

(ppm)

Lindano

290,83

Acet., Benz.,

CHCl

4,4 (24ºC)

400 1.080 7,3

a - HCH 290,83

Acet., Benz.,

CHCl

- - - -

ß - HCH 290,83

Acet., Benz.,

CHCl

- - - -

Metolacloro 283,80

Solv. Org.

4,2 (25ºC)

90 200 530

(The Merk Index, 1996; Ferrell, 2002, The Pesticide Manual; Tomlin, 2003)

Legendas: Acet.= Acetona; Acet.Et.= Acetato de Etila; Benz.= Benzeno; CCl

= Tetra Cloreto de Carbono; CHCl

= Clorofórmio Et.=

Etanol; Pir.= Piridina; Solv. Org.= Solventes Orgânicos

2.9 MÉTODOS DE EXTRAÇÃO

Geralmente até mesmo os tipos mais simples de amostras não são

adequadas para análise direta, na maior parte dos casos são muito diluídas ou muito

concentradas ou simplesmente incompatíveis com as operações do instrumento

utilizado. Desta forma algumas etapas devem ser realizadas para que a amostra

esteja pronta para detecção sob condições apropriadas.

“Preparo de amostras” é um termo bastante utilizado e envolve uma ou mais

etapas, como a dissolução ou lixiviamento (com amostras sólidas), “clean-up”, pré-

concentração e derivatização antes da detecção (Priego-Capote e Luque de Castro,

2004).

O termo extração é definido como o ato de separar ou de outra forma obter

(como elementos constituintes) uma substância por tratamento com um solvente,

destilação, evaporação, emprego de pressão ou força centrífuga, ou por algum outro

processo químico ou mecânico (Priego-Capote e Luque de Castro, 2004).

Para extrair poluentes orgânicos de polaridade variável de uma matriz que

contém material orgânico é necessário usar solventes orgânicos e misturas de

solventes com polaridade variada. Os métodos de extração mais empregados são o

extrator Soxhlet e o banho de ultra-som. No caso do primeiro, apesar da excelente

recuperação, o tempo de extração e a utilização de grandes volumes de solvente

orgânico tornam essa técnica ambientalmente inadequada e dispendiosa. O ultra-

som é uma alternativa ao Soxhlet, mais rápido e com eficiência de recuperação

comparável, no entanto, ainda utiliza uma quantidade apreciável de solvente e

necessita de várias etapas de preparação do extrato após extração. A técnica de

extração assistida por radiação microondas vem sendo estudada como uma

alternativa na preparação de amostra para a determinação de poluentes orgânicos

de diferentes polaridades em solos com redução do tempo de análise, baixo

consumo de solventes, possibilidade de extrair várias amostras simultaneamente

(até 14 amostras) e alta eficiência de extração (Pino et al, 2000; Xiong, He e Zhang,

2000; Sun & Lee, 2002). Porém as grandes vantagens desta técnica são os efeitos

de pré-concentração, segurança e simplicidade durante a extração (Sun e Lee,

2002).

2.9.1 EXTRAÇÃO POR SOXHLET

A extração de poluentes do solo é comumente realizada por métodos de

extração líquido-sólido.

Os métodos de extração líquido-sólido podem ser divididos em processos nos

quais é requerido aquecimento (Soxhlet/Soxtec) e aqueles em que não é fornecido

aquecimento, mas é utilizada alguma forma de agitação ou sonicação (Dean, 1998).

A extração por Soxhlet é um dos métodos mais tradicionais para remoção de

analitos de matrizes ambientais, tendo sido introduzido na metade do século 19 por

“Baron von Soxhlet” (Dean e Xiong, 2000).

Este método tem sido empregado para a extração de diferentes poluentes

ambientais como hidrocarbonetos (HCs), pesticidas organoclorados (OCs) (Lopez-

Avila et al., 1995; Li et al., 1996/97; Pastor et al, 1997; Lopez-Avila e Young, 1998;

Silgoner et al., 1998), bifenilas policloradas (PCBs), dioxinas e furanos, triazinas

(Xiong et al., 1999) e alquil/aril fosfatos de solos, sedimentos e matrizes de amostras

de esgoto (Shu et al., 2000).

Na extração por Soxhlet são possíveis duas variações no equipamento. A

diferença entre os dois modelos (Figura 2) está no percurso do vapor do solvente,

enquanto que no equipamento (a) o percurso do vapor é externo ao recipiente

contendo a amostra, no (b) o vapor passa em volta do recipiente contendo a amostra

(Dean, 1998).

O modelo utilizado neste trabalho foi o modelo (a). Neste caso, as amostras

sólidas, juntamente com igual quantidade de sulfato de sódio anidro, são colocadas

em um cartucho poroso (celulose) no tubo interior do equipamento (recipiente de

vidro). O aparelho é conectado a um balão de volume adequado contendo o

solvente orgânico apropriado e um condensador de refluxo. O solvente é aquecido,

evapora-se e sobe pelo braço do aparelho, condensando-se no refrigerador e

gotejando sobre o cartucho com a amostra sólida. O tubo possui um pequeno braço

retorcido (sifão), que retorna ao balão. Ao encher o recipiente até a altura da dobra

do sifão, o solvente condensado, contendo os analitos extraídos da amostra, volta

ao balão completamente através do sifão. O solvente evapora-se novamente,

deixando as substâncias dissolvidas no balão.

Assim, os componentes que estavam na matriz passam para a solução. O

processo se repete até o final da extração.

Normalmente os analitos extraídos devem possuir maior ponto de ebulição

que o solvente, assim são concentrados no balão, enquanto o solvente puro irá

recircular. Desta forma, assegura-se que somente o solvente puro será utilizado

para extrair os analitos da amostra no cartucho. A desvantagem deste modelo é que

o solvente orgânico está abaixo do seu ponto de ebulição quando passa através da

amostra contida no cartucho (Dean, 1998), o que não é necessariamente um

problema, pois a extração por Soxhlet é normalmente realizada por períodos muito

longos de 6, 12, 18 ou 24 horas (Shu et al., 2000).

Na extração por Soxhlet, apenas uma amostra pode ser extraída por

aparelho, no entanto é possível operar com vários aparelhos ao mesmo tempo,

podendo ser realizadas várias amostras simultaneamente utilizando-se o

equipamento da Figura 3.

Figura 2. Aparelhos Soxhlet: (a) o vapor do solvente passa externamente ao

recipiente contendo a amostra, o que resulta em solvente orgânico

condensado (mais frio) passando pela amostra, o processo de extração é

relativamente lento; (b) o vapor do solvente passa em volta do recipiente

contendo a amostra, o solvente orgânico aquecido (mais quente) permite uma

extração mais rápida.

(a)

(b)

Figura 3. Equipamento Soxhlet para extração de várias amostras

simultaneamente.

2.9.2 EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR ULTRA-SOM

Ondas sonoras são vibrações mecânicas em um sólido, líquido ou gás e são

intrinsicamente diferentes de ondas eletromagnéticas. O ultra-som tem uma

freqüência maior que a faixa de audição dos seres humanos (10

kHz). A menor

freqüência de ultra-som é normalmente de 20 kHz. O ponto final da faixa de

freqüência é limitado apenas pela habilidade de gerar sinais; a freqüência na faixa

de gigahertz (GHz) tem sido usada em algumas aplicações (Luque-García e Luque

de Castro, 2003; Priego-Capote e Luque de Castro, 2004).

Enquanto que as ondas de rádio, as luzes infravermelho, visível e ultravioleta,

raios X e gamma podem passar pelo vácuo, as ondas sonoras precisam de um

meio, pois envolvem ciclos de expansão e compressão viajando através do meio. A

expansão afasta as moléculas enquanto a compressão aproxima. Em um líquido, o

ciclo de expansão produz pressão negativa. Se o ultra-som for bastante intenso, o

ciclo de expansão pode criar bolhas ou cavidades no líquido (Luque-García e Luque

de Castro, 2003; Priego-Capote e Luque de Castro, 2004).

As transformações observadas num meio sob sonicação não são

provenientes de interações diretas entre o campo ultra-sônico e as unidades de

partícula (moléculas, íons ou átomos) do meio, mas sim, como conseqüência da

grande quantidade de energia gerada pelo fenômeno da cavitação (Suslick et al.,

1999), que é definido como o fenômeno de formação, crescimento e subseqüente

colapso de microbolhas no centro de um líquido.

A importância da cavitação não está em como são formadas as bolhas e sim

o que acontece quando elas colapsam. Em certo momento, as bolhas não mais

absorvem a energia do ultrasom, então implodem. A rápida compressão adiabática

de gases e vapores dentro das bolhas ou cavidades produz altas temperaturas e

pressões. Suslick et al (1999) estimaram a temperatura destes “pontos quentes” (hot

spots) em torno de 5.000K e pressões da ordem de 1.000 atm. O tamanho das

bolhas é pequeno com relação ao volume total do líquido, então o aquecimento que

produzem é rapidamente dissipado sem nenhuma mudança apreciável nas

condições ambientais (a taxa de resfriamento na região é por volta de 10 bilhões

°C/s).

As altas temperaturas e pressões levam à formação de radicais livres e outros

compostos. Quando a cavitação ocorre em um líquido próximo de uma superfície

sólida, a dinâmica do colapso é diferente em comparação com líquidos puros onde a

cavidade mantém seu formato esférico durante a implosão. Enquanto próximo à

fronteira sólida, o colapso da cavidade é assimétrico e produz microjatos de líquido

de alta velocidade (v>100m/s) responsáveis pela limpeza e/ou renovação da

superfície sólida, assim como também pela extração de elementos da matriz sólida

(Luque-García e Luque de Castro, 2003).

A energia assistida por ultra-som é um método efetivo de extração de um

grande número de analitos de diferentes tipos de amostras (Babic, Petrovic e

Kaštelan –Macan, 1998).

Na química analítica, o uso do ultra-som vem progredindo e ganhando

confiança não só nas etapas de limpeza, como também no pré-tratamento de

amostras, quando a energia ultrasônica é utilizada acelerando uma etapa de

extração.

As altas e efetivas temperaturas no sistema sob sonicação irão aumentar a

solubilidade e difusibilidade, que aliadas às pressões geradas, favorecem a

penetração e transporte na interface entre uma mistura de solventes e a matriz

sólida, e que combinadas com a energia oxidativa dos radicais (hidroxila e peróxido

de hidrogênio para água) gerados durante a sonólise (quebra de moléculas através

das ondas acústicas), resultam em alto poder extrativo (Luque-García e Luque de

Castro, 2003).

Dependendo da natureza do sistema de detecção, a amostra pode ser

diretamente analisada ou o extrato sujeito à remoção de interferentes, concentração

e/ou separação cromatográfica antes da detecção.

Existem dois tipos de dispositivo para aplicação ultrasônica: o banho (Figura

4) e a sonda (Figura 5). Apesar do banho ultrasônico ser o mais usado (Pino et al,

2000), ele apresenta duas desvantagens que diminuem substancialmente a

repetibilidade e a reprodutibilidade experimental:

• Falta de uniformidade na distribuição da energia do ultrasom (apenas uma

pequena parcela do volume total de líquido na vizinhança imediata da

fonte do ultrasom experimenta cavitação).

• Declínio da potência com o tempo.

As sondas ultrasônicas têm vantagem sobre o banho tendo em vista que sua

energia é mais focalizada na região da amostra (local), fornecendo cavitação mais

eficiente do líquido, conseqüentemente melhor extração (Luque-García e Luque de

Castro, 2003; Priego-Capote e Luque de Castro, 2004).

O ultrasom tem um futuro promissor no pré-tratamento de amostras,

especialmente em sistemas dinâmicos. Embora poucas aplicações tenham sido

relatadas, esta técnica apresenta um grande número de vantagens como: menores

volumes de solvente requeridos, redução no tempo necessário para completa

remoção dos compostos de interesse e a possibilidade do desenvolvimento de

métodos automatizados (Priego-Capote e Luque de Castro, 2004).

Assim como o Soxhlet, o banho de ultrasom tem sido comumente empregado

nas extrações de poluentes orgânicos persistentes de diversas matrizes ambientais

(Bonwick et al., 1995; Babic, Petrovic e Kaštelan –Macan, 1998, Polese e Ribeiro,

1998; Pino et al, 2001; Caballo-López e Luque de Castro, 2003; Macutkiewicz,

Rompa e Zygmunt, 2003), muitas das vezes, como método de comparação (Onuska

e Terry, 1993; Pastor et al, 1997; Dean e Xiong, 2000; Shu et al., 2000; Sun e Lee,

2003). A extração por ultrasom é, juntamente com o Soxhlet, a técnica de extração

convencional mais aceita (Pino et al, 2001; Song et al, 2002).

Figura 4. Banhos de ultrasom.

Figura 5. Sonda ultrasônica.

2.9.3 EXTRAÇÃO ASSISTIDA POR RADIAÇÃO DE MICROONDAS

A energia de microondas é uma radiação não ionizante que causa o

aquecimento por migração dos íons e rotação das moléculas com momentos

dipolos, não causando mudanças na estrutura molecular (Sanseverino, 2002).

A extração assistida por radiação de microondas (MAE) utiliza a radiação

eletromagnética para dessorção de poluentes de suas matrizes. A região de

microndas compreende a faixa de comprimentos de onda de 0,3 mm a 1 m e

freqüências de 300 MHz a 300 GHz, operando comumente na freqüência de 2,45

GHz (Dean, 1998).

A habilidade do material de converter energia de microondas em energia

térmica é dependente da suas características de polarizabilidade e absorção.

Diferentemente dos métodos de extração convencionais que estão sujeitos à

temperatura de ebulição dos solventes de extração à pressão atmosférica, a energia

de microondas aquece misturas de amostra – solvente em vasos de extração

fechados e pressurizados. Sob estas condições, a temperatura pode ser

rapidamente aumentada, acima do ponto de ebulição do solvente, aumentando a

taxa de dessorção dos analitos da amostra (CEM Corporation, 2000).

Assim, os principais componentes de um forno de microondas estão

apresentados na Figura 6. O que inclui o magnetron, um isolante, a guia de

transmissão das microondas (waveguide), a cavidade e o agitador (mode stirrer).

A energia de microondas é gerada pelo magnetron, propagada pela guia de

microondas e introduzida na cavidade do equipamento. O agitador distribui a energia

em várias direções e a cavidade atua contendo a energia até que esta seja

absorvida pela amostra dentro da cavidade. Um prato giratório pode ser utilizado

para rotação da amostra dentro da cavidade assegurando uma melhor distribuição

da energia. O isolante protege o magnetron da energia não absorvida pela amostra,

permitindo que a energia se propague apenas em direção à cavidade, pois a energia

refletida pode danificar o magnetron (CEM Corporation, 2000).

Existem dois modelos de equipamentos de microondas para extração: o

sistema fechado e o sistema aberto. O sistema aberto realiza extração em condições

atmosféricas e assim não é necessário um controle da temperatura. O sistema

fechado realiza extrações a temperaturas elevadas em condições controladas de

temperatura e pressão (Dean e Xiong, 2000).

O modelo com prato giratório no interior da cavidade (sistema pressurizado)

contém vasos padronizados e um vaso de controle. O vaso de controle contém uma

sonda de temperatura e um sensor de pressão, que são usados para monitorar as

condições de extração.

Todos os materiais utilizados na construção dos vasos são transparentes às

microondas, de forma que as misturas de amostra – solvente absorvam o máximo da

energia incidente. Geralmente os vasos utilizados são de PFA (perfluoralkoxi) Teflon

ou TFM, desenvolvidos para permanecerem completamente selados durante a

operação, prevenindo a perda de analito e solvente (Lopez-Avila, Young e Beckert,

1994).

O controle da temperatura é necessário para otimizar a eficiência da extração,

prevenir degradação térmica e fornecer condições operacionais reprodutíveis (CEM

Corporation, 2000).

Solventes polares com altos momentos dipolos e constantes dielétricas irão

aquecer rapidamente sob a ação de microondas, enquanto os solventes não polares

são transparentes e não se aquecem. A solubilidade de um analito pode ser afetada

por suas características de solvatação e temperatura de extração (Pastor et al.,

1997).

Altas temperaturas do solvente aumentam a eficiência de extração e reduzem

o tempo de extração. A escolha de um solvente ou mistura de solventes apropriada

é fundamental para a migração dos analitos da amostra para o solvente. Um sistema

de solventes consistindo de solvente miscível em água e solvente não miscível em

água é comumente adotado na extração para facilitar a extração de sólidos úmidos e

para extrair analitos polares. A solubilidade do analito pode ser maximizada

ajustando a mistura de solventes e controlando a temperatura (Dean e Xiong, 2000).

O primeiro uso de forno de microondas para a extração de analitos com

solventes orgânicos apareceu em 1986 (Dean e Xiong, 2000). Ganzler e

colaboradores foram os primeiros a relatar o uso da energia de microondas para

irradiar matrizes sólidas tais como solo, comidas, sementes e alimentos na presença

de solventes com alto momento dipolar. OCs tem sido extraídos de amostras de

sedimentos usando forno de microondas doméstico com 5 a 6 ciclos de exposição

de 30 s à energia de microondas (Chee, Wong e Lee, 1996; Pastor et al., 1997;

Fatori e Awofolu, 2003).

Recentemente, a MAE tem sido aplicada para a extração simultânea de

contaminantes orgânicos tóxicos, tais como hidrocarbonetos policíclicos aromáticos

(HPAs), bifenilas policloradas (PCBs), fenóis e pesticidas organoclorados de solos,

sedimentos e outras matrizes sólidas. (Sun e Lee, 2002). Comparando com os

métodos tradicionais de extração, o tempo de preparação de amostra e a quantidade

de solvente utilizado são drasticamente reduzidos, sem decréscimo da eficiência de

extração dos analitos (Xiong et al., 1999).

A temperatura, o conteúdo de água e o solvente de extração são

considerados os parâmetros mais críticos de serem controlados durante a MAE.

Embora a radiação de microondas não modifique a estrutura molecular dos

compostos, as temperaturas que podem ser alcançadas durante a extração podem

causar sua degradação, devido aos efeitos de aquecimento localizados (Molins et

al., 2000).

Figura 6: Principais componentes de um Forno de Microondas

Isolante

Cavidade

Vaso

Microondas

refletidas

Guia de transmissão

das microondas

Agitador

Microondas

2.10 MÉTODOS DE CLARIFICAÇÃO OU “CLEAN-UP”

2.10.1 EXTRAÇÃO EM FASE SÓLIDA (SPE)

A extração em fase sólida (SPE) ou algumas vezes referida como extração

líquido-sólido, envolve trazer uma amostra líquida ou gasosa em contato com uma

fase sólida ou sorvente, onde o analito é seletivamente adsorvido na superfície da

fase sólida. A fase sólida é então separada da solução e outros solventes (líquidos

ou gases) adicionados. O primeiro solvente utilizado é para remover possíveis

componentes da matriz adsorvidos; eventualmente um solvente de eluição é

colocado em contato com o sorvente para seletivamente dessorver o analito (Dean,

1998).

A fase sólida ou sorvente é normalmente empacotada em pequenos tubos ou

cartuchos e se assemelham a uma pequena coluna cromatográfica (Hennion e

Pichon, 1994).

Recentemente, os sorventes se tornaram disponíveis também nos formatos

circulares e de folhas lisas (assemelha-se a um papel de filtro), podendo ser

montados em um aparato de filtração. Qualquer que seja o modelo adotado, a

amostra dissolvida é forçada, por pressão ou vácuo, a percolar o sorvente. Pela

escolha correta do sorvente, os analitos devem ficar retidos preferencialmente a

outros materiais presentes na amostra (matriz). Estes materiais da matriz são

lavados do sorvente pela passagem de um solvente apropriado. Subseqüentemente,

o analito de interesse pode ser eluído do sorvente, utilizando-se um solvente

adequado (Hennion e Pichon, 1994). Este solvente é coletado para posterior análise,

podendo sofrer “clean-up” ou pré-concentração.

Os cartuchos ou discos de C

têm sido universalmente utilizados como

sorventes há algum tempo para compostos hidrofóbicos (como os organoclorados),

pois estes são adsorvidos quando a fase móvel é a água, sendo separados quando

se utiliza uma fase móvel contendo solvente orgânico (Pichon, 1998).

Nos últimos anos, a SPE tem se tornado um modo cada vez mais popular na

química ambiental para extração multiresíduo de agrotóxicos em água e também

como procedimento de “clean-up” de amostras sólidas (Chee, Wong e Lee, 1996;

Oubinã et al., 1998; Molins et al, 2000; Xiong, He e Zhang, 2000; Martinez e Barcelo,

2001).

2.10.2 EXTRAÇÃO EM FASE SÓLIDA EM COLUNA DE FLORISIL

O “clean-up” é geralmente necessário (principamente em amostras de solos,

sedimentos e biotas), pois os métodos de extração não são suficientemente

seletivos. Este procedimento tem por objetivo isolar os analitos de interesse dos co-

extrativos da amostra, que podem vir a interferir na técnica usada para a

quantificação (Grob, 1995).

Para remover os lipídios e carbohidratos dos extratos de biota, ácido sulfúrico

pode ser utilizado, mas alguns compostos, como os OCs, não são resistentes a este

tratamento. Alternativas não agressivas como a cromatografia de permeação em gel

(gel permeation chromatography) bem como colunas de alumina, que é usada com a

mesma finalidade que o Florisil, e de sílica podem ser usadas para posterior limpeza

dos extratos (Santos e Galceran, 2002).

Métodos de sorção em coluna e cromatografia líquida são amplamente

utilizados para “clean-up”. A coluna de Florisil consiste de uma coluna de vidro de

30 cm de comprimento e 1 cm de diâmetro interno empacotada com Florisil, que é

um silicato de magnésio ativado. O extrato é adicionado à coluna e os diferentes

pesticidas são eluídos da coluna por solventes de diferentes polaridades. Por este

procedimento, extratos purificados contendo pesticidas podem ser obtidos, com

pigmentos e lipídeos polares permanecendo retidos no Florisil (Grob, 1995).

A coluna cromatográfica de Florisil é empregada para “clean-up” de pesticidas

clorados e organofosforados, assim como para carbamatos e triazinas, por eluição

com solventes de polaridade crescente (Del Grande, Rezende e Rocha, 2003).

2.11 CROMATOGRAFIA A GÁS

A Cromatografia é um método físico de separação dos componentes de uma

mistura, que resultam na separação dos compostos como resultado do

parcionamento (sorção diferencial) entre as duas fases em contato: uma fase

estacionária e a outra que move-se através dela (fase móvel). Devido a fase móvel

ser um gás, o método é denominado Cromatografia em Fase Gasosa sendo que,

neste caso, a fase estacionária poderá ser tanto um sólido quanto um líquido

disperso sobre um suporte inerte (Grob, 1995).

A fase estacionária (FE) é acondicionada em um tubo (usualmente vidro ou

metal) denominado coluna, através da qual o gás de arraste (a fase móvel) irá fluir.

A amostra é introduzida na coluna através de um injetor, onde o gás de arraste irá

fluir e carregar a amostra. O componente da amostra cuja afinidade pela fase

estacionária for maior, ficará mais tempo retido do que aquele cuja interação com a

fase estacionária é menor. Conectando-se um detector à saída da coluna, a ordem

de eluição e a eficiência da separação são constatadas através do cromatograma

registrado (Leite, 1998).

Atualmente, a cromatografia a gás é a técnica instrumental mais utilizada para

a separação e determinação de agrotóxicos. Sua popularidade pode ser atribuída a

tempos rápidos de análise, alta seletividade e resolução, boa acurácia e precisão,

grande faixa dinâmica e alta sensitividade. (Santos e Galceran, 2002).

As características fundamentais de um sistema de GC são: retenção /

seletividade, eficiência e resolução (Grob, 1995).

Retenção e Seletividade. Na GC, o parâmetro de retenção é o tempo de

retenção, t

. Ele é definido como o tempo transcorrido entre a injeção da amostra e

o máximo do pico cromatográfico. Porém, mesmo que a substância não interagisse

de forma alguma com a FE, o seu tempo de retenção não seria nulo, pois

transcorreria algum tempo entre a sua injeção e a sua passagem pelo detector. Este

tempo corresponde ao tempo que o gás de arraste demora para percorrer a coluna,

e é denominado tempo de retenção do composto não retido (ou tempo morto), t

. O

parâmetro que realmente reflete as características físico-químicas de retenção de

um determinado composto é o tempo de retenção descontado do tempo morto,

chamado de tempo de retenção ajustado, t’

A seletividade, capacidade de um sistema diferenciar dois compostos, é

definida por:

Eficiência. Na CG, a eficiência é expressa pelo número de pratos teóricos

t’

= t

- t

a = t

’

(N), que é calculada usando-se um parâmetro de retenção (o t

) e a largura do pico

cromatográfico - no caso, a largura de base, w

A altura equivalente a um prato teórico (H) é calculada por:

sendo L o comprimento da coluna cromatográfica. A dependência de h com a

velocidade da fase móvel (V) é descrita pela equação de van Deemter:

de forma que V = L/ t

é a velocidade do gás de arraste. O termo A está

relacionado com o alargamento do pico (reflete o efeito do caminho percorrido), o

termo B com a difusão molecular (longitudinal) do soluto na fase móvel e termo C

com a resistência à transferência de massa entre as duas fases.

Resolução. A resolução entre duas substâncias é a razão entre a diferença

dos tempos de retenção e a média das larguras das bandas. Sendo definida como:

ou, se as larguras dos picos forem próximas como:

As unidades fundamentais de um sistema cromatográfico estão apresentadas

na Figura 7 e descritas a seguir.

Gás de arraste: sua função é levar os constituintes da amostra do ponto de

injeção até o detector, passando pela coluna onde a separação irá ocorrer.

Idealmente, deve apresentar as seguintes características: não interagir com a fase

estacionária nem com os componentes da amostra, ser de baixo custo, ser

adequado ao detector em uso, mas do ponto de vista prático, este conjunto de

N = 16 ( t

’ )

)

H = L

H = A + B/V + C.V

= 2* (t

– t

)

+ w

= (t

– t

)

condições não é fácil de ser encontrado. O gás de arraste é usualmente escolhido a

partir da sua compatibilidade com o detector (alguns detectores trabalham melhor

quando se usam determinados gases). Os gases mais empregados são H

, He e N

e a vazão do gás de arraste deve ser controlada, permanecendo constante durante

a análise.

Injeção: a obtenção de sinais reprodutíveis em cromatografia a gás é

altamente dependente da forma de introduzir-se a amostra na coluna. Idealmente, a

amostra deveria ser injetada instantaneamente, o que não tem sido possível até o

momento com nenhum dos métodos de injeção conhecidos (seringas, válvulas,

injetores automáticos, etc). A escolha apropriada das condições de injeção (tais

como volume da amostra, temperatura do injetor e tipo de injeção) depende do

estado físico da amostra.

Amostras sólidas podem ser dissolvidas em um solvente adequado. O injetor

deve estar aquecido a uma temperatura acima do ponto de ebulição dos

componentes da amostra, para que a amostra se volatilize completa e

instantaneamente e seja carregada para a coluna. Mas, se a temperatura for

excessivamente alta, pode ocorrer decomposição da amostra.

Coluna: é a mais importante parte do sistema cromatográfico, uma vez que é

onde a separação irá ocorrer. A escolha da coluna apropriada para uma dada

separação determina a eficiência de separação e quantificação que podem ser

alcançadas com o sistema GC. Entre os diferentes parâmetros a serem

considerados quando da escolha da coluna, dois devem ser destacados: a fase

estacionária (o suporte e a natureza da fase líquida) e as características do material

onde será acondicionada (comprimento, diâmetro, etc). As dimensões ideais de uma

coluna devem ser determinadas pelo propósito do experimento e a eficiência

desejada na separação (Leite, 1998).

As colunas cromatográficas podem ser classificadas de três formas:

convencionais ou clássicas (diâmetros internos acima de 2mm), semicapilares

(diâmetros internos entre 1 a 0,5 mm) e capilares (diâmetros internos menores que

0,5 mm).

Até o presente momento, a cromatografia a gás capilar é ainda o método mais

freqüentemente empregado para a separação e quantificação de contaminantes

orgânicos halogenados, como PCDDs, PCDFs, PCBs e OCs, em amostras

ambientais (Santos e Galceran, 2002).

A seleção da fase estacionária do GC depende da natureza do agrotóxico a

ser separado. Para os OCs, fases estacionárias não-polares, como as DB-1(metil

silicone) ou DB-5 (5% fenilmetilsilicone), são usualmente utilizadas com detecção

GC-ECD e GC-MS (Santos e Galceran, 2002).

Detectores: A função do detector em um sistema cromatográfico é acusar a

presença e medir a quantidade de cada componente no efluente da coluna (Leite,

1998).

Uma diversidade de detectores é utilizada na cromatografia a gás. Alguns

detectores são universais em resposta, enquanto que outros são seletivos ou

específicos, respondendo apenas a uma classe de compostos.

Detectores seletivos são os mais comumente usados na análise de resíduos

de pesticidas. Dentre estes detectores está o amplamente utilizado detector por

captura de elétrons (ECD). O ECD apresenta alta sensitividade (da ordem de ppb),

principalmente para compostos halogenados. Entretanto, o ECD não é

verdadeiramente um detector específico de elemento, pois responde a vários outros

compostos com S, NO

e C=O conjugado (Hammarstrand, 1976).

O ECD opera pela ionização do gás carreador por uma fonte radioativa,

separando os elétrons de baixa velocidade. Esta ionização resulta em uma corrente

de “background” (linha de base). Quando os compostos halogenados passam pelo

detector, uma certa quantidade de elétrons livres é capturada, resultando em um

decréscimo da corrente. Este decréscimo é indicado como um sinal transiente (pico)

no registrador. A fonte de radiação utilizada,

Ni, oferece várias vantagens, devido a

suas altas temperaturas de operação com menores problemas de contaminação

(Hammarstrand, 1976).

Dentre as diversas características desejáveis de um bom detector, as

principais são: sensibilidade elevada, baixo nível de ruído, resposta eficiente, ampla

faixa de linearidade, menor quantidade mínima detectável possível (Leite, 1998).

Aquisição e Registro de Sinal: Existem vários equipamentos de aquisição e

controle de dados. Os integradores eletrônicos, além de representarem o

cromatograma, permitem ainda o registro dos tempos de retenção, altura e área dos

picos. Atualmente, os integradores foram substituídos por computadores, que com

um “software” e operação adequada, pode fornecer resultados mais confiáveis que

este último.

Figura 7: Componentes do Cromatógrafo a Gás; 1. Reservatório de Gás de

Arraste e Controles de Vazão / Pressão, 2. Injetor (Vaporizador) de Amostra, 3.

Coluna Cromatográfica e Forno da Coluna, 4. Detector e 5. Aquisição e Registro de

Sinal (Registrador ou Computador).

2.12 VALIDAÇÃO DO MÉTODO ANALÍTICO

Para garantir que um novo método analítico gere informações confiáveis e

interpretáveis sobre os componentes da amostra, ele deve ser submetido a uma

avaliação denominada de validação.

Validação do método analítico é a confirmação por exame e fornecimento de

evidências de que os requisitos específicos para um determinado uso pretendido

são atendidos (ABNT NBR ISO/IEC 17025, 2001). A validação do método analítico

permite demonstrar que o método é "adequado ao uso" pretendido.

Desta forma, validar em Análise Química é estar com o objetivo voltado para

a confiabilidade analítica do laboratório e do método escolhido ou desenvolvido para

se obter o resultado. Não existe modelo pronto para validação, portanto, deve-se

fazer adaptações, adequando as recomendações às necessidades (Leite, 1998).

No Brasil existem dois orgãos credenciadores para verificar a competência de

laboratórios de ensaios, a ANVISA e o INMETRO (Instituto Nacional de Metrologia,

Normalização e Qualidade Industrial).

Com o objetivo de confirmar que os métodos são apropriados para o uso

pretendido, deve-se validar:

Ø métodos não normalizados

Ø métodos criados/desenvolvidos pelo próprio laboratório

Ø métodos normalizados usados fora dos escopos para os quais foram concebidos

Ø ampliações e modificações de métodos normalizados

As características investigadas no processo de validação, a fim de demonstrar

o desempenho do método são: Especificidade e Seletividade; Exatidão e Tendência

(bias); Precisão; Sensibilidade; Limite de detecção e de quantificação; Linearidade;

Faixa de trabalho e Faixa linear de trabalho; Incerteza de medição e Robustez.

2.12.1 ESPECIFICIDADE E SELETIVIDADE

A Especificidade e Seletividade estão relacionadas ao evento da detecção.

Um método que produz resposta para apenas um analito é chamado específico. Um

método que produz respostas para vários analitos, mas que pode distinguir a

resposta de um analito da de outro, é chamada seletivo (INMETRO, 2003).

Assim, a Especificidade do método analítico refere-se à capacidade de medir

com exatidão o analito de interesse em presença de outros componentes ou

interferentes que possam estar presentes na matriz da amostra (de Barro, 2002).

Alguns parâmetros devem ser calculados nos cromatogramas para descrever

a especificidade do método: resolução, retenção relativa (fator de separação), fator

de capacidade (fator de retenção), fator de simetria e número de pratos teóricos.

2.12.2 EXATIDÃO E TENDÊNCIA (BIAS)

A exatidão do método pode ser definida como sendo a concordância entre o

resultado de um ensaio e o valor de referência aceito como convencionalmente

verdadeiro. A tendência pode ser expressa como recuperação analítica (valor

observado/ valor esperado). A determinação da tendência total com relação aos

valores de referência apropriados é importante no estabelecimento da

rastreabilidade aos padrões reconhecidos. (INMETRO, 2003).

Processos para avaliar a exatidão de um método: uso de materiais de

referência, participação em programas interlaboratoriais e realização de ensaios de

recuperação de quantidades conhecidas do analito adicionado na matriz limpa da

amostra ou ainda na matriz da amostra.

2.12.2.1 Material de referência certificado (MRC)

Materiais de referência certificados (MRC) devem ser utilizados no processo

de validação de um método de ensaio. Na avaliação da exatidão utilizando um

material de referência, os valores obtidos pelo laboratório – média e desvio padrão –

devem ser comparados com os valores certificados do material. Para comparação

pode-se utilizar: erro relativo, teste de hipóteses, índice z (z Score) e erro

normalizado.

2.12.3 PRECISÃO

Precisão do método analítico é um termo geral para avaliar a dispersão de

resultados entre ensaios independentes, repetidos de uma mesma amostra

homogênea, amostras semelhantes ou padrões, em condições pré-estabelecidas. É

normalmente determinada para circunstâncias específicas de medição e as duas

formas mais comuns de expressá-la são por meio da repetitividade e da

reprodutibilidade. A precisão é usualmente expressa em termos de desvio padrão ou

desvio padrão relativo (INMETRO, 2003).

2.12.3.1 Recuperação

A recuperação do analito pode ser estimada pela análise de amostras

adicionadas com quantidades conhecidas do mesmo (spike). As amostras devem

ser adicionadas com o analito em pelo menos três diferentes concentrações, por

exemplo, próximo ao limite de detecção, próximo à concentração máxima

permissível e em uma concentração próxima à média da faixa de uso do método

(INMETRO,2003).

Para toda a amostra que recebe tratamento de análise indireta (diluição,

extração, concentração, etc), assim como de forma direta (baixa solubilidade,

possibilidades de cristalização, etc) deve ser calculado experimentalmente o erro ou

a perda da espécie durante a análise (Leite, 1998).

Buscar o fator de recuperação é determinar a eficiência do método, ou seja,

garantir que o analito possa ser quantificado na totalidade de sua massa presente na

amostra.

2.12.4 LINEARIDADE

Linearidade é a habilidade de um método analítico em produzir resultados que

sejam diretamente, ou por uma transformação matemática bem definida,

proporcionais à concentração do analito, em uma dada faixa de concentração. A

linearidade é obtida por padronização interna ou externa. A linearidade pode ser

calculada a partir da equação de regressão linear, determinada pelo método dos

mínimos quadrados (INMETRO,2003).

O coeficiente de correlação linear (r) é freqüentemente usado para indicar o

quanto pode ser considerado adequada a reta como modelo matemático. Como os

desvios de linearidade são difíceis de serem detectados visualmente, pode-se

verificar a sua adequação por meio do cálculo dos resíduos entre os valores

medidos e os valores calculados a partir da equação da regressão.

2.12.5 SENSIBILIDADE

Sensibilidade é um parâmetro que demonstra a variação da resposta em

função da variação da concentração do analito. Pode ser expressa pela inclinação

da curva de regressão linear de calibração conforme a equação abaixo e é

determinada simultaneamente aos testes de linearidade. A sensibilidade depende da

natureza do analito e da técnica de detecção utilizada (INMETRO, 2003).

S = dx

Onde: S = sensibilidade

dx = variação da resposta

dc = variação da concentração

2.12.6 LIMITE DE DETECÇÃO E QUANTIFICAÇÃO

De uma forma geral, o limite de detecção (LD) é a menor concentração do

analito em uma amostra, que pode ser detectada, mas não necessariamente

quantificada, sob determinadas condições experimentais (de Barros, 2002).

O limite de detecção instrumental (LDI) é definido como a concentração do

analito que produz um sinal de três a cinco vezes a razão sinal/ruído. O limite de

detecção do método (LDM) é definido como a concentração mínima de uma

substância medida e declarada com 95 % ou 99 % de confiança de que a

concentração do analito é maior que zero. O LDM pode variar com o tipo de amostra

(INMETRO, 2003).

Limite de quantificação (LQ) do método analítico é a menor concentração do

analito que pode ser determinada com um nível aceitável de precisão e exatidão,

sob determinadas condições experimentais. Pode ser considerado como sendo a

concentração do analito correspondente ao valor da média do branco mais 5,6 ou 10

desvios padrões (INMETRO, 2003).

Fatores que devem ser levados em consideração na definição dos limites de

detecção são: ruído do equipamento, efeitos de matriz e interferentes e a

variabilidade nos processos de extração. (Corley, 2002).

2.12.7 FAIXA DE TRABALHO E FAIXA LINEAR DE TRABALHO

Para qualquer método quantitativo, existe uma faixa de concentrações do

analito ou valores da propriedade no qual o método pode ser aplicado.

No limite inferior da faixa de concentração, os fatores limitantes são os

valores dos limites de detecção e de quantificação. No limite superior, os fatores

limitantes dependem do sistema de resposta do equipamento de medição

(INMETRO, 2003).

Dentro da faixa de trabalho pode existir uma faixa de resposta linear de um

detector, que é a faixa de níveis/ concentrações de uma substância na qual a

resposta do detector é constante dentro de uma variação especificada (±5%). O

limite mais baixo da linearidade é o LQ (de Barros, 2002).

Faixa de trabalho linear do método analítico é validada verificando se o

método fornece precisão, exatidão e linearidade aceitáveis quando aplicado a

amostras contendo analito nos extremos da faixa e dentro da mesma (de Barros,

2002).

2.12.8 INCERTEZA DE MEDIÇÃO

Os estudos de validação produzem dados de desempenho global do método

e fatores de influência individuais que podem ser aplicados à estimativa da incerteza

da medição associada aos resultados do método em rotina (INMETRO, 2003).

2.12.9 ROBUSTEZ

A robustez de um método de ensaio mede a sensibilidade que este apresenta

em face de pequenas variações. Um método diz-se robusto se revelar praticamente

insensível a pequenas variações que possam ocorrer quando esse está sendo

executado (INMETRO, 2003).

Esta deve ser investigada na etapa de desenvolvimento do método e

normalmente é feita avaliando os parâmetros do método, simultaneamente,

aplicando técnica estatística de planejamento de experimento (de Barros, 2002).

Com os dados obtidos dos efeitos destes parâmetros nos resultados, pode-se

delimitar a faixa aceitável de valores a ser incluída no método final.

3. JUSTIFICATIVA

A Mata Atlântica na Região Serrana do Rio de Janeiro está sujeita a forte

pressão em decorrência da expansão agrícola, do turismo e da urbanização. O

desmatamento, as técnicas agrícolas inadequadas, o mau uso dos recursos hídricos

e o emprego de agroquímicos levam à contaminação de corpos hídricos e do solo. A

química ambiental e a ecotoxicologia dos poluentes orgânicos são objeto de

preocupação em função dos efeitos adversos que eles causam ao meio ambiente.

Embora a Mata Atlântica seja conhecida por sua biodiversidade, a contaminação de

seus ecossistemas e os efeitos sobre a qualidade de seus meios abióticos,

principalmente em decorrência de agroquímicos, não foram ainda estudados.

A deficiência na literatura de estudos extensivos sobre agrotóxicos e seus

comportamentos no ambiente, além de dados escassos disponíveis na literatura

internacional referentes a estudos realizados em áreas tropicais, sugerem a

necessidade de elaboração de investigações que levem em conta o clima tropical

como fator influente e preponderante na gênese dos diversos tipos de solos

existentes no Brasil (De Assumpção, 2000).

O controle em áreas de preservação permanente se justifica, uma vez que há

evidências comprovadas da circulação global de poluentes organoclorados

persistentes.

As principais repercussões que se espera dos resultados obtidos estão

relacionadas ao levantamento de dados primários que são bastante escassos no

Brasil e futuramente à possibilidade de usá-los como ferramenta auxiliar em políticas

de gestão ambiental.

4. OBJETIVOS

O objetivo principal deste trabalho foi a implementação, comparação e

validação de técnicas e métodos de análise para identificação e quantificação de

agrotóxicos organoclorados persistentes em solos de fragmentos da Mata Atlântica.

Este trabalho teve como objetivos específicos:

a) Implementar e validar uma rotina analítica para a extração, “cleanup” /

clarificação e análise cromatográfica de poluentes organoclorados em

solos, utilizando como base os métodos da US-EPA.

b) Analisar padrões certificados, amostras e materiais de referência

certificados utilizando-se a técnica de GC/ECD para identificação e

quantificação dos analitos de interesse.

c) Comparar a eficiência dos métodos de extração por Soxhlet, extração

assistida por ultrasom e extração assistida por radiação de microondas,

utilizados para extração de poluentes orgânicos persistentes.

5. MATERIAIS E MÉTODOS

5.1 ÁREA DE ESTUDO

O Parque Nacional da Serra dos Órgãos (PARNASO) foi criado em 1939 com

objetivo de preservar a Mata Atlântica local. A 80 km da cidade do Rio de Janeiro,

este fragmento de floresta tropical conserva exuberante cobertura vegetal e a

ocorrência de diversas espécies endêmicas e fauna silvestre. Sua área

(coordenadas S 22° 25‘ – 22° 32‘; W 42° 59‘– 43° 07‘ e altitude de 400 – 2.200 m

acima do nível do mar) estende-se por quatro municípios do Estado do Rio de

Janeiro (Magé, Petrópolis, Teresópolis e Guapimirim). Situado na Serra do Mar,

onde se insere a Serra dos Órgãos, em área de vertentes muito íngremes, em zona

de elevados índices pluviométricos é caracterizado por falhamentos abruptos e vales

encaixados de forte gradiente, o que proporciona rios encachoeirados, mas também,

muito perigo de movimentos de terra, se a vegetação não estiver exercendo o seu

papel protetor deste solo instável. Por essas características, seus espaços abertos

ao público são restritos e permanentemente monitorados.

O Decreto Lei n° 1822 de 30 de novembro de 1939 (Brasil, 1939) que o criou,

não definia seus limites. No final do ano de 1983, teve início o levantamento visando

definir seus limites e conseqüente efetivação do Parque. O Decreto Lei n° 90.023, de

02 de agosto de 1984, definiu os limites oficiais do Parque, no entanto, algumas

comunidades agrícolas ali assentadas, constituem grave ameaça ao ecossistema

local (Brasil, 1984).

Depois da Floresta Amazônica, a Mata Atlântica é a segunda maior floresta

tropical úmida do Brasil. Um pequeno remanescente dessa vegetação preserva um

alto nível de biodiversidade, um dos maiores do planeta, abrigando um grande

número de espécies ameaçadas de extinção. O Rio de Janeiro foi o estado

originalmente com a maior cobertura da Mata Atlântica. Em 1500, 97% de sua área

eram cobertos pela mata nativa. Segundo o Atlas dos Remanescentes Florestais da

Mata Atlântica, só restam 17% (750mil hectares) do território fluminense cobertos

pela Mata Atlântica (SOS Mata Atlântica, 2005).

A Mata Atlântica é hoje inexistente ao Norte, Noroeste e na Baixada

Fluminense do Estado do Rio de Janeiro, mas ainda se mantém abundante nas

áreas de relevo acidentado, como a Região Serrana.

O Município de Teresópolis é uma área de residências de veraneio de alguns

segmentos da classe média carioca. Porém, as atividades no setor agropecuário

cresceram substancialmente na década de 80, transformando a cidade num centro

regional importante de abastecimento da Região Metropolitana do Rio de Janeiro,

principalmente na região do Planalto da Região Serrana do Rio de Janeiro no eixo

da rodovia RJ-130 (Teresópolis- Nova Friburgo), Bacia Hidrográfica do Rio Preto. A

população de Teresópolis, segundo estimativas da população residentes em

01/07/2004, é de 146.994 habitantes, sendo 22.883 na área rural segundo Censo

2000 (www.ibge.gov.br/cidades). Essa área produz hortaliças, em regime de

agricultura familiar e atualmente é o centro das mais modernas fazendas de criação

de cavalos de corrida e de salto. No setor de serviços, a hotelaria de lazer também

apresentou um grande crescimento.

Nesta área do PARNASO encontram-se importantes fragmentos florestais em

diferentes estados de sucessão que abrigam nascentes de rios. Os locais de

amostragem (Figura 8) foram selecionados em sintonia com as pesquisas sobre a

qualidade ambiental dos meios abióticos no âmbito do Projeto “Ecologia e

Conservação da Biodiversidade em Áreas Agrícolas no Domínio da Mata Atlântica,

Rio de Janeiro”, sub-projeto “Monitoramento e Avaliação do Impacto Ambiental

Decorrente da Atividade Agrícola”.

Figura 8: Localização da região de estudo e dos locais de amostragem do Parque Nacional da Serra dos Órgãos

TPS

5.2 PLANEJAMENTO E COLETA DAS AMOSTRAS

Foram realizadas duas campanhas para a coleta de amostras de solo em

parcelas de estudo (trechos de área selecionados) do PARNASO. A área de estudo

compreende uma área de 11.800 ha., com coordenadas centrais S 22°33’ 45” e W

42°56’15”. No mês de agosto de 2004 foram realizadas amostragens em dois

pontos: no Transecto 4 (coordenadas S 22°27’06.6” e W 43°00’43.0” e H 1540m) e

na Trilha da Pedra do Sino (coordenadas S 22° 27' 23" e W 43° 00' 15") e no mês de

novembro de 2004 foram coletadas amostras de solo na Bacia do Rio Paquequer

(coordenadas S 22° 27’ 24,0’’, W 42° 59’ 47,8’’, c.a. 1170 m acima do nível do mar).

A parcela em questão tem a dimensão de 1 hectare (100 x 100 m) e está subdividida

em áreas menores de 20 x 20 m. Para esta área foi elaborado um plano de

amostragem nas subparcelas demarcadas em amarelo, como mostra a Figura 9.

Segundo a norma da ABNT NBR 10007:2004, a área onde o resíduo estiver

acumulado deve ser dividida em quadrículas imaginárias; e de cada quadrícula

deve-se retirar uma amostra representativa da área contaminada.

Para a amostragem representativa da parcela foram coletados 4 amostras

simples, em cada subparcela, formando uma amostra composta. As amostras foram

coletadas com trado, de 0-20 cm (Figura 10), homogeneizadas, quarteadas e uma

parte submetida à análise.

Também foram analisadas amostras de solo de fragmentos florestais da

Micro-Bacia do Córrego Sujo, contribuinte do Rio Preto, área de intensa atividade

agrícola, nos locais conhecidos como Floresta Japonês (Figura 11) e Fazenda São

Luiz (Figura 12).

Figura 9. Plano de Amostragem nas Subparcelas da Bacia do Rio Paquequer

segundo ABNT NBR 10007:2004.

Figura 10. Amostragem no PARNASO: amostras de 0 - 20 cm de solo.

Figura 11. Área de amostragem na Floresta Japonês (micro Bacia do Córrego

Sujo).

Figura 12. Área de amostragem na Fazenda São Luiz (micro Bacia do Córrego

Sujo).

Os solos foram acondicionados em sacos de polietileno, devidamente

rotulados, transportados para o laboratório de análises (INT/DIMA) e refrigerados em

congelador a –18°C ± 2°C até o momento da análise.

5.3 MÉTODOS ANALÍTICOS

5.3.1 LAVAGEM E DESCONTAMINAÇÃO DE VIDRARIAS

Um dos aspectos fundamentais para a determinação de resíduos de

pesticidas é a garantia de utilização de vidrarias limpas. A presença de sinais no

cromatograma devido à contaminação pode acarretar em falsos positivos ou

mascarar o sinal do composto de interesse levando a uma interpretação errônea do

caso em estudo.

A vidraria manipulada durante o procedimento analítico foi lavada com

detergente alcalino, EXTRAN

(Merck), a 10% em banho de ultrasom (Ultrasonic

Cleaner 1440D, Odontobrás LTDA) por 15 minutos e em seguida lavada com água

corrente, água destilada e após seco, rinsadas com solvente diclorometano e

hexano grau pesticida.

5.3.2 PRÉ-TRATAMENTO DAS AMOSTRAS

Seguindo o procedimento da US-EPA, todas as amostras do solo foram secas

a temperatura ambiente (em torno de 30 ± 5 ºC) por 48 horas em bandeja de

alumínio lavada com solvente hexano grau pesticida. Após secagem, fragmentos de

folhas, galhos e rocha foram retirados e, em seguida, as amostras foram

homogeneizadas, trituradas e maceradas mecanicamente e tamizadas em peneiras

de 20 mesh (malha de 0,84 mm) e 115 mesh (malha de 125 µm).

Para a análise elementar de carbono total, orgânico, hidrogênio e nitrogênio

das amostras de solos foi utilizado o equipamento Analisador Elementar Automático,

Perkin Elmer modelo: 2400 Série II.

Foram determinados o teor de umidade presente na amostra de solo

(umidade real) após esta ter sido submetida à 105 – 110°C em estufa por 24 horas,

e também a umidade residual contida na amostra de solo depois de preparada e

seca ao ar ou em estufa a 35 – 40 °C, seguindo-se o procedimento recomendado

pela Embrapa Solos (Embrapa, 1997).

5.3.3 FRAÇÕES GRANULOMÉTRICAS DO SOLO

Segundo a Embrapa (1997), as frações granulométricas que compõe a terra

fina do solo são: areia grossa (2,00 - 0,2 mm), areia fina (0,2 – 0,05 mm), silte (0,05

– 0,002 mm) e argila (< 0,002 mm). A fração abaixo de 1,0 mm é a mais utilizada

nos procedimentos de extração de agrotóxicos organoclorados em solos, como

recomendado pela US-EPA. Esta fração permite uma melhor homogeneização da

amostra de solo e conseqüentemente, conduz a resultados analíticos com menor

variabilidade (De Assumpção, 2000). Inicialmente trabalhou-se com uma peneira de

20 mesh (malha de 0,84 mm). Mas sabendo-se que maiores teores de matéria

orgânica, na qual estão adsorvidos os analitos organoclorados, estão nas frações

silte e argila (Da Rocha, 2003), optou-se pelo uso de uma peneira de 115 mesh

(malha de 125 µm), que incluiria estas frações e forneceria uma maior

homogeneidade das amostras.

5.3.4 PADRÕES E REAGENTES

Os compostos organoclorados selecionados neste trabalho estão listados na

Tabela 3, juntamente com seus respectivos números de identificação (CAS), graus

de pureza e prazos de validade.

Foram preparadas soluções estoque de cada agrotóxico (a-HCH, ß-HCH,

lindano, alacloro, heptacloro, metolacloro, aldrin, dieldrin, endrin, alfa e beta

endosulfan, 4,4’ DDT, 4,4’ DDD, 4,4’ DDE, 2,4’ DDT , 2,4’ DDD e 2,4’ DDE) na

concentração de 1 mg/L, em acetona grau pesticida a partir dos padrões certificados

(pureza = 96 %) do Laboratório Dr. Ehrenstorfer-Schäfers, Alemanha. A partir desta

solução foram preparadas soluções de trabalho para o preparo de soluções

multicomponentes, de todos os analitos de interesse, em diversas concentrações em

hexano, para construção das curvas de calibração e para fortificar as amostras

(testes de recuperação). Os solventes hexano, acetona, diclorometano e metanol

utilizados foram adquiridos da TEDIA e da Omnisol, todos de grau resíduo de

pesticida.

O padrão de controle ou “surrogate

” utilizado foi a mistura Tetracloro-m xileno

e Decacloro-bifenil (200 µg/mL de cada componente em acetona) certificado pelo

Laboratório Dr. Ehrenstorfer-Schäfers da Alemanha. Foi preparada uma solução

estoque na concentração de 2 µg/mL e a partir desta uma solução de trabalho de 0,1

µg/mL, da mesma ordem de grandeza dos agrotóxicos determinados.

“Surrogate” ou padrão de controle: Da mesma forma que o padrão interno, é um composto orgânico incomum

na natureza ou na amostra em análise, mas a química e fisicamente semelhante aos analitos. O “surrogate” não é usado

como referência para os cálculos, ele é adicionado no início de procedimentos analíticos complexos (geralmente com

extrações) e seu resultado serve como indicativo da eficiência (ou de perdas) destes processos.

Tabela 3: Compostos organoclorados selecionados e seus números de CAS,

graus de pureza e prazos de validade.

Compostos Organoclorados N° CAS

Grau de

Pureza

Validade

a-HCH

319-84-6 97,5 10/2003

ß-HCH

319-85-7 98 11/2004

LINDANO

58-89-9 98,5 07/2006

ALACLOR

15972-60-8 99 03/2004

HEPTACLORO

76-44-8 98,5 12/2004

METOLACLORO

51218-45-2 98 06/2005

ALDRIN

309-00-2 96 04/2005

2,4’ DDE

3424-82-6 97,5 06/2004

α-ENDOSULFAN

959-98-8 97 11/2005

4,4’ DDE

72-55-9 99 06/2004

DIELDRIN

60-57-1 98 05/2004

2,4’ DDD

53-19-0 99,5 04/2006

ENDRIN

72-20-8 99 04/2005

β-ENDOSULFAN

33213-65-9 98,5 01/2005

4,4’ DDD

72-54-8 97,5 04/2005

2,4’ DDT

789-02-6 98 08/2004

4,4’ DDT

50-29-3 98,5 04/2005

(THE MERCK INDEX, 1996)

5.4 MÉTODOS MULTIRESÍDUOS DE DETERMINAÇÃO DE POLUENTES

ORGANOCLORADOS EM SOLOS

5.4.1 MÉTODOS DE EXTRAÇÃO

5.4.1.1 Extração por Soxhlet

Foram utilizados cartuchos de extração de celulose (33 x 80 mm) da

Schleicher & Schuell, Filtration Life Diagnostic Components.

Todo o material utilizado na extração (cartuchos, algodão ou lã de vidro,

pérolas de vidro e sulfato de sódio anidro) foi previamente descontaminado com a

mistura de solventes hexano-acetona 1:1 no extrator Soxhlet por 12 horas.

A extração Soxhlet das amostras de solos foi realizada conforme o

procedimento da US-EPA método 3540 C (EPA, 1996) descrito nas etapas abaixo:

1. Misturar 10 g de amostra sólida com 10 g de sulfato de sódio anidro e colocar

no cartucho de extração;

2. Adicionar 1,0 mL de solução de padrão de controle (“surrogate”) e cobrir com

algodão ou lã de vidro para evitar a dispersão da amostra;

3. Introduzir o cartucho no extrator com auxílio de uma pinça e sobre ele

adicionar 300 mL de solvente de extração em um balão de 500 mL com cinco

ou seis pérolas de vidros. Acoplar o balão e extrair por 12 horas. A mistura

acetona-hexano 1:1 usada como solvente de extração;

4. Permitir que a mistura esfrie após a extração ser completada;

5. Concentrar o extrato em evaporador rotativo até aproximadamente 5 mL;

6. Proceder à troca de solvente para hexano quando clarificação em coluna de

Florisil e para metanol no caso da extração em fase sólida (SPE);

7. Percolar quantitativamente o extrato pela coluna de clarificação;

8. Estocar o extrato sob refrigeração para posterior análise cromatográfica.

5.4.1.2 Extração Assistida por Ultrasom

O equipamento de ultrasom utilizado foi da Fisher Scientific Sonic

Dismembrator Model 500, que apresenta uma potência máxima de 400 watts e está

equipado com sonda de ½ pol. e controles digitais. O procedimento da US-EPA

método 3550 C (EPA, 2000b) adotado para a extração das amostras de solos para

resíduos de agrotóxicos foi utilizado, sendo descrito nas etapas abaixo:

1. Pesar aproximadamente 30 g de amostra em um béquer de 400 mL;

2. Adicionar 1,0 mL de uma solução de padrão de controle (“surrogate”) nas

amostras;

3. Adicionar imediatamente 100 mL da mistura de acetona-hexano 1:1 usada

como solvente de extração;

4. Posicionar a extremidade da sonda abaixo da superfície do solvente, mas

acima da camada de solo;

5. Sonicar por 3 minutos com potência de 200 W (50 % de amplitude), no modo

de pulso (10 s) e ciclo de trabalho de 50% (energia ligada 50% e desligada

50%);

6. Centrifugar à baixa velocidade, separar o sobrenadante e transferir para um

balão de 500 mL;

7. Repetir a extração mais duas vezes utilizando 100 mL de solvente a cada

extração. Acrescentar os sobrenadantes ao balão contendo o primeiro extrato;

8. Concentrar o extrato no evaporador rotativo até aproximadamente 5 mL;

9. Proceder à troca de solvente para hexano quando o “cleanup” for em coluna

de Florisil e para metanol no caso da extração em fase sólida (SPE).

10. Percolar quantitativamente o extrato pela coluna de clarificação;

11. Estocar o extrato sob refrigeração para posterior análise cromatográfica.

5.4.1.3 Extração Assistida por Radiação de Microondas

O equipamento de microondas utilizado foi o MARS5 (modo de digestão) da

CEM Corporation. O MARS5 permite que até 14 vasos de extração sejam irradiados

simultaneamente. Em adição, outras características incluem a função de monitorar a

pressão e temperatura. A energia de microondas liberada é de 1200 W a 100% de

potência e uma freqüência de 2450 MHz. A pressão e temperatura são

continuamente medidas e monitoradas em um vaso de controle. Todos os vasos de

amostras estão seguros em um carrossel que está localizado dentro da cavidade do

forno de microondas. Cada vaso tem um corpo do vaso e um tubo interno. Este tubo

é feito de TFM (fluorpolímero) e tem volume de 100 mL. Um sistema de segurança

(membrana) permite aliviar o excesso de pressão dentro de cada vaso. Se houver

vazamento de solvente do vaso de extração, o ventilador de exaustão permite sua

dissipação para fora do sistema.

A quantidade de amostra indicada para a extração está na faixa de 2-20 g.

De acordo com o procedimento da US-EPA método 3546 (EPA, 2000a), a extração

assistida com microondas foi realizada nas seguintes etapas:

1. Pesar aproximadamente 5 g de amostra e transferir para o vaso de extração;

2. Adicionar 1,0 mL de solução de padrão de controle (“surrogate”) nas

amostras;

3. Adicionar aproximadamente 25 mL do solvente de extração acetona-hexano

1:1 no vaso e selar;

4. Irradiar os vasos nas seguintes condições: Temperatura = 100 -115°C;

Pressão = 5 -150 psi; Tempo = 10 -20 minutos;

5. Permitir que os extratos esfriem a temperatura ambiente;

6. Filtrar/centrifugar para separar o extrato e rinsar os vasos com o mesmo

solvente;

7. Concentrar o extrato no evaporador rotativo até aproximadamente 5 mL;

8. Proceder a troca de solvente para hexano quando o “cleanup” for em coluna

de Florisil e para metanol no caso da extração em fase sólida (SPE);

9. Percolar quantitativamente o extrato pela coluna de clarificação;

10. Estocar o extrato sob refrigeração pela posterior análise cromatográfica.

A temperatura adotada foi de 110°C e a rampa de aquecimento utilizada na

extração foi de 10 minutos para chegar em 110°C, ficando nesta temperatura por

mais 10 minutos (Tabela 4). A potência utilizada foi de 840 W (70% da potência

máxima) com o controle de pressão máxima em 150 psi.

Tabela 4. Programa de aquecimento adotado na extração assistida por

radiação de microondas.

RAMPA Temperatura (°C) Tempo (min.)

8ºC/min 110°C 10

- 110°C 10

5.4.2 CLARIFICAÇÃO/ “CLEANUP” DO EXTRATO

5.4.2.1 Extração em Fase Sólida (SPE) com discos C

Após a extração das amostras foi realizada a clarificação/ “cleanup” dos

extratos para a remoção de interferentes e co-extrativos presentes no extrato obtido,

antes da análise cromatográfica.

Para a extração em fase sólida (SPE) foram utilizados discos de Octadecil

), 500 mg, poros de 0,45 µm, 47mm de diâmetro, da Marca da J. T. Baker,

utilizando o conjunto de filtração a vácuo. Foi utilizada água grau reagente (ultra-

pura) produzida por fase reversa em purificador Ultra Pure Water USF Elga a 18,5

M? cm

-1

De acordo com o procedimento da US-EPA método 3535 A (EPA,1998a) para

extração em fase sólida, o extrato é percolado através de uma membrana de PTFE

(politetraflúoretileno) impregnada com sílica modificada com octadecil C

. Os

resíduos de pesticidas retidos são adsorvidos pela fase orgânica da membrana

extratora e posteriormente eluídos com um solvente orgânico apropriado. Este

procedimento pode ser resumido em 5 etapas: descontaminação do conjunto de

extração e disco, condicionamento do disco, regeneração da estrutura da

membrana, extração e eluição, que estão descritas nos itens abaixo.

1. Descontaminação do Conjunto de Extração e Disco

Etapa: adicionar 20 mL de Diclorometano ao reservatório,

deixando em contato com o disco por 1 minuto, sem vácuo.

Em seguida ligar o vácuo e drenar o solvente.

Etapa: adicionar 10 mL de acetona ao reservatório, deixando em

contato com o disco por 1 minuto, sem vácuo. Em seguida

ligar o vácuo e drenar o solvente. Repetir esta etapa.

2. Condicionamento do Disco

• Adicionar 10 mL de metanol ao reservatório.

• Ligar o vácuo e deixar passar uma pequena quantidade do

solvente através do disco.

• Desligar o vácuo e deixar o solvente em contato com o disco por 5

minutos.

• Ligar o vácuo por 1 minuto e desligar.

• Adicionar mais 10 mL de metanol ao reservatório, deixar o

solvente em contato com o disco por 5 minutos, sem deixar secar.

• Ligar o vácuo e drenar o solvente deixando uma película de cerca

de 3 mm de metanol.

3. Regeneração da Estrutura da Membrana

Adicionar 20 mL de água ultra-pura. Ligar o vácuo e deixar passar o solvente,

novamente permanecendo 3-5mm da água na superfície do disco.

4. Extração

Adicionar 50 mL de água ultra-pura no frasco contendo o extrato e transferir

para o reservatório do conjunto de extração e, sob vácuo, a uma velocidade de

cerca de 100 ml/min, percolar toda a amostra. Repetir esta etapa com mais 50 mL

de água ultra-pura.

Após toda a amostra ser percolada, remover toda a água do kitassato e deixar

o conjunto sob vácuo por pelo menos 30 minutos para a completa secagem do

disco.

5. Eluição

Inserir o tubo coletor no kitassato. Adicionar 5 mL de acetona ao filtro, sem

vácuo e deixar em contato com o disco por 15-20 segundos. Ligar o vácuo o

suficiente para deixar passar algumas gotas do solvente. Adicionar 10 mL de

diclorometano ao disco, ligar o vácuo o suficiente para passar a metade do volume

de solvente através do disco e desligar a bomba. Aguardar 1 minuto e passar o

restante do solvente, com velocidade moderada sem deixar o disco secar.

Rinsar o frasco de amostragem com 5 mL de diclorometano e proceder como

anteriormente.

Adicionar 5 mL de diclorometano diretamente ao reservatório de filtração,

rinsando as paredes com auxilio de uma pipeta, esperar 1 minuto e, então, ligar o

vácuo drenando todo o solvente.

Após a eluição, adicionar sulfato de sódio anidro previamente

descontaminado para absorção de vestígios de água. Em seguida, concentrar o

extrato final a aproximadamente a 1 mL em evaporador rotativo a vácuo, em banho-

maria com temperatura máxima de 40

C, sendo realizado a troca de solvente para

hexano. O concentrado foi transferido quantitativamente para um balão volumétrico

de 5 mL, que foi aferido com hexano.

5.4.2.2 Extração em Fase Sólida com Coluna de Florisil

Neste trabalho foram adotadas duas metodologias diferentes de clarificação

com Florisil. São elas a do Departamento de Alimentos e Agricultura da Califórnia

(California, 1987) e a do método 3620 C da US-EPA (EPA, 2000c). Nesta etapa foi

utilizado Florisil 100 – 200 U.S. mesh da BHD Limited Poole England (Prod. 15026,

Lote 2455750L) e sulfato de sódio anidro PA da Merck, Alemanha (Lote TA536749)

e da Spectrum (Lote SM1220). Em ambos os casos foi realizada a ativação do florisil

a 675°C por 4 horas e a descontaminação do sulfato de sódio para a análise de

resíduos de agrotóxicos.

No primeiro caso foi realizada uma ativação prévia do Florisil à 130°C por 2

horas. Utilizou-se uma coluna de vidro de aproximadamente 1,0 cm de diâmetro

interno x 28,0 cm de comprimento e adicionou-se 3,5 cm de florisil e 1,0 cm de

sulfato de sódio anidro ao topo. Com a coluna já pronta, seguiram-se as seguintes

etapas:

1. Ativar a coluna de florisil com 5 mL de solução de acetona 10% em hexano

deixando eluir o solvente até 1cm acima da camada de florisil e adicionar

mais 5 mL de hexano. Descartar os solventes de lavagem;

2. Aplicar o extrato (em torno de 1- 5mL) na coluna;

3. Adicionar na coluna 5 mL da solução de acetona 10% em hexano. Receber o

extrato em um frasco de 50 mL;

4. Enxaguar o béquer que continha o extrato com 5 mL da solução de acetona

10% em hexano e adicionar à coluna;

5. Deixar eluir e adicionar mais 5 mL da solução de acetona 10% em hexano.

6. Concentrar no evaporador rotativo a aproximadamente 1 mL e transferir

quantitativamente com hexano para balão de 5 mL;

7. Realizar a análise cromatográfica no GC/ECD.

No segundo caso foi realizada uma ativação prévia do Florisil à 130°C de um

dia para outro, utilizou-se uma coluna de vidro de aproximadamente 1,0 cm de

diâmetro e aproximadamente 50 cm de comprimento e adicionou-se 20 g de florisil e

de 1,0 a 2,0 cm de sulfato de sódio anidro ao topo. O procedimento da US-EPA

segue as seguintes etapas:

1. Pré-eluir a coluna com 60 mL de hexano e descartar o eluente;

2. Antes da exposição do sulfato de sódio ao ar, transferir quantitativamente 10

mL do extrato para a coluna completando a transferência com 2 lavagens de

1-2 mL de hexano;

3. Eluir com 200 mL de éter etílico/hexano (6/94,v/v), recebendo o extrato em

um balão de 500 mL. Este balão contém a fração 1 (ver Tabela 5) e todos os

haloéteres. Remover o balão para futura concentração;

4. Eluir com 200 mL de éter etílico/hexano (15/85,v/v), recolhendo o extrato em

um outro balão. Esta é a fração 2 ( ver Tabela 5);

5. A última eluição é realizada com 200 mL de éter etílico/hexano (50/50,v/v).

Esta é a fração 3 ( ver Tabela 5);

6. Concentrar no evaporador rotativo a aproximadamente 1 mL e reunir as 3

frações em um mesmo recipiente;

7. Proceder a troca de solvente e transferência quantitativa do eluato com

hexano para balão de 5 mL;

8. Realizar a análise cromatográfica no GC/ECD.

Tabela 5. Distribuição de agrotóxicos organoclorados nas frações obtidas

após a extração em fase sólida em Coluna Florisil, pelo método da US-EPA.

Percentagens nas Frações Compostos

1 2 3

Aldrin 100

α- HCH

100

β- HCH

δ - HCH

γ - HCH

100

Clordano 100

4,4’ DDD 99

4,4’ DDE 98

4,4’ DDT 100

Dieldrin 0 100

Endosulfan I 37 64

Endosulfan II 0 7 91

Endosulfan sulfato 0 0 106

Endrin 4 96

Endrin aldeído 0 68 26

Heptacloro 100

Heptacloro epóxido 100

(Fonte: EPA, 2000c)

5.4.3 ANÁLISE CROMATOGRÁFICA

O método para determinar a concentração de multiresíduos organoclorados

em extratos de matrizes sólidas foi baseado no método 8081 B da US-EPA (EPA,

1998b), que quantifica os analitos de interesse por cromatografia em fase gasosa

com detector de captura de elétrons (GC/ECD).

O método proposto contempla a determinação de 17 organoclorados,

substâncias passíveis de monitoramento citadas na Resolução CONAMA 357/2005,

dentre eles: isômeros do HCH (a-HCH, ß-HCH e Lindano [d-HCH] ), alacloro,

heptacloro, metolacloro, aldrin, dieldrin, endrin, alfa e beta endosulfan, DDTs e seus

isômeros (4,4 DDT, 4,4 DDD, 4,4 DDE, 2,4 DDT , 2,4 DDD e 2,4 DDE).

Os padrões certificados, solubilizados em hexano grau resíduo de pesticida

foram diluídos adequadamente para obtenção de soluções de diferentes

concentrações, analisados por CG/ECD, para a construção das curvas de

calibração.

Após proceder à evaporação do solvente das amostras com e sem fortificação

obtidas no item 5.4 e 5.5.2, respectivamente, transferiu-se quantitativamente os

extratos com hexano para um balão de 5 mL.

Após a transferência, foram determinados os analitos de interesse por

CG/ECD, e confirmados pela troca de coluna por uma de diferente polaridade (DB-

17) e por GC/MS.

De forma a garantir a qualidade do processo analítico foram analisados um

branco, para verificar possíveis contaminações de solventes e vidrarias, e a curva de

calibração foi revalidada após a análise de 20 amostras, não apresentando

variações.

5.4.3.1 Condições Cromatográficas

As amostras foram analisadas por GC/ECD de acordo com as condições

descritas na Tabela 6.

O equipamento utilizado foi um cromatógrafo a gás Shimadzu, modelo 17 A,

inicialmente com amostrador manual e posteriormente com amostrador automático

modelo AOC 20i, equipado com detector de captura de elétrons (Figura 13). Foram

utilizados nitrogênio e hidrogênio ultra-puros para ECD (gases especiais fornecidos

pela White Martins e AGA).

A coluna (5% fenil)-metilpolisiloxano (DB-5) foi utilizada na determinação por

GC-ECD dos organoclorados (OCs) em estudo, devido a sua boa resolução e bons

tempos de retenção para os OCs. Para confirmação dos analitos, foi utilizada uma

coluna de diferente polaridade, a DB-17.

Os resultados foram processados na Workstation da HP 6890 Plus DC

Versão A.03.07 para quantificação das amostras e determinação de LD e LQ

(através do cálculo da relação sinal/ruído) e na Workstation do GC 17 A da

Shimadzu para o cálculo das áreas. Para os estudos estatísticos dos resultados

experimentais foi utilizado o software Excel 2002 para Windows.

O método cromatográfico proposto para a determinação de multiresíduos

organoclorados mostrou-se adequado para os dezessete analitos estudados. Os

analitos de interesse foram identificados segundo os tempos de retenção

previamente estabelecidos e que estão descritos na Tabela 7 para injeção manual e

injeção automática.

Figura 13. Cromatógrafo a gás Shimadzu, modelo 17 A, com detector ECD e

injetor automático AOC 20i

Tabela 6. Condições cromatográficas utilizadas para a determinação dos

agrotóxicos organoclorados.

Analito Organoclorados

Coluna DB-5 (J&W), 30 m x 0,25 mm x 0,25 µm

Gás de arraste Hidrogênio

Vazão na coluna 2 mL/min

Pressão na coluna 98 kPa (manual) e 85 kPa (automático)

Gás make up Nitrogênio

Vazão total 45 mL/min

Temperatura do injetor 280 ºC

Detector ECD

Temperatura do detector 320 ºC

Temperatura inicial 75 ºC (1 min.)

Programa de temperatura

do forno

75-210 ºC (50 ºC/min); 210-

216 ºC (0,7

ºC/min); 216-280 (21 ºC/min)

Tempo de corrida

17 minutos

Temperatura final 280 ºC (2,2 min.)

Volume de injeção 1 µL (manual ou automático)

Modo de injeção Splitless (razão 1:20)

Tabela 7. Tempo de retenção dos agrotóxicos organoclorados de interesse

utilizando as condições apresentadas na Tabela 6.

Compostos

Organoclorados

Tempo de retenção (T

)

(Injeção manual)

Tempo de retenção (T

)

(Injeção automática)

a- HCH - 5,60

ß -HCH - 5,90

Lindano 5,75 6,02

Alaclor 6,64 7,06

Heptacloro 6,74 7,21

Metolacloro 7,28 7,86

Aldrin 7,40 7,98

2,4 DDE 8,96 9,80

a-Endosulfan 9,25 10,16

4,4 DDE 9,94 10,96

Dieldrin 10,07 11,14

2,4 DDD 10,29 11,33

Endrin 10,88 12,07

ß-Endosulfan 11,23 12,45

4,4 DDD 11,57 12,76

2,4 DDT 11,74 12,90

4,4 DDT 13,12 13,91

5.5 VALIDAÇÃO DO MÉTODO ANALÍTICO

O método cromatográfico empregado neste trabalho para determinação de

traços de agrotóxicos organoclorados foi validado de acordo com as etapas

esquematizadas na Figura 14. A execução destas etapas tem o objetivo de

assegurar confiabilidade às medidas obtidas, sendo fundamental para que o método

ora proposto possa ser aplicado com credibilidade.

A seleção e o desenvolvimento do método foram baseados nos

procedimentos da US-EPA.

* LD:Limite de detecção; LQ: Limite de quantificação

Figura 14: Fluxograma das etapas do processo de validação do método

analítico empregado na determinação de agrotóxicos organoclorados

5.5.1 CURVA DE CALIBRAÇÃO

Os analitos de interesse foram quantificados por uma curva de regressão

linear em seis níveis de concentração na faixa de 0,2 a 100 µg/L, usando a mistura

tetracloro-m xileno e decacloro-bifenil, que foi adicionada antes do processo de

extração, como “surrogate”.

As curvas analíticas foram obtidas injetando-se 1 µL de solução de cada

concentração, em triplicata, e plotando o gráfico de área x concentração dos

organoclorados. Com o auxílio do programa Excel versão 2002 foram traçadas as

curvas, e fornecidos os coeficientes de correlação das retas obtidas, coeficientes

angular e linear e a estimativa do desvio padrão.

UTILIZAÇÃO DO MÉTODO

VALIDAÇÃO DO MÉTODO

Desenvolvimento do método

Seleção da técnica (literatura)

Calibração e

Linearidade

LD e LQ

Precisão

Sensibilidade

Seletividade

Recuperação

Exatidão

Sensibilidade

5.5.2 ESTUDO DE RECUPERAÇÃO DO MÉTODO

Para os testes de recuperação, as amostras de solo foram fortificadas com 10

mL da mistura de soluções padrões preparadas em hexano.

Pesou-se aproximadamente 40 g de solo e transferiu-se para um balão de

500 mL. Em seguida adicionou-se 10 mL da solução de mistura de organoclorados e

50 mL de hexano para que o solo ficasse bem molhado e assim formasse uma

mistura que pudesse ser agitada e melhor homogeneizada.

A homogeneização foi realizada no evaporador rotativo por 30 minutos sem

vácuo com baixa rotação (velocidade em torno de 95 rpm). Depois foram ligados o

vácuo e o banho do evaporador rotativo a uma temperatura em torno de 35 – 40 °C

para evaporar o solvente.

Preparada a amostra, cada 10 g de amostra foram extraídas no extrator

Soxhlet, em triplicata, conforme descrito no item 5.4.1.1, para avaliar a recuperação

do método.

Para as extrações assistidas por ultrasom e por microondas foram utilizadas

as mesmas proporções de solo (120 g), mistura de organoclorados (30 mL) e

solvente hexano (150 mL) em triplicatas das amostras, sendo extraídas seguindo os

procedimentos descritos nos item 5.4.1.2 e 5.4.1.3, respectivamente.

Os agrotóxicos organoclorados foram identificados no cromatograma pela

comparação dos tempos de retenção relativos dos picos obtidos nas amostras

fortificadas e não fortificadas com os tempos de retenção relativos encontrados nos

padrões analíticos submetidos às mesmas condições de análise.

Calculou-se a recuperação pela diferença entre as concentrações das

amostras fortificadas e não fortificadas (obtidas através das áreas dos picos de cada

analito com o mesmo tempo de retenção), dividida pela concentração do padrão

adicionado e multiplicado por cem.

5.5.3 MATERIAL DE REFERÊNCIA CERTIFICADO (MRC)

De acordo com o documento “Orientações sobre validação de métodos de

ensaios químicos” do INMETRO, sempre que possível os materiais de referência

certificados devem ser utilizados no processo de validação de um método de ensaio.

Desta forma, para avaliação do desempenho dos métodos adotados, foi analisado o

solo certificado, ERM

- CC007 (BAM, Alemanha), contendo os pesticidas

organoclorados: a-HCH, ß-HCH, 4,4 DDT, 4,4 DDE e 2,4 DDT.

O material foi armazenado em seu recipiente original a -20°C até o momento

da análise. Segundo o item 5.4, o solo certificado foi extraído por Soxhlet, ultrasom e

microondas, e os extratos obtidos clarificados em coluna de Florisil, segundo a

metodologia do Departamento de Alimentos e Agricultura da Califórnia, e analisados

por GC/ECD.

Como o material de referência apresentava altas concentrações dos

organoclorados estudados, foram utilizadas quantidades menores nas etapas de

extração, sempre realizadas pelo menos em triplicata. Foi também necessária a

construção de uma curva de calibração na faixa de concentração dos analitos no

solo.

6. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os POPs quantificados contemplam 17 organoclorados, que são: a e ß -

HCH, lindano (?- HCH), alacloro, heptacloro, metolacloro, aldrin, endrin, dieldrin, alfa

e beta endosulfan, DDT e seus isômeros.

Para o controle de qualidade foram analisadas triplicatas do solvente utilizado

para análise (hexano) e do branco, que corresponde ao processo de extração,

clarificação, pré-concentração e eliminação de interferentes sem a presença dos

analitos. Os cromatogramas podem ser observados nas Figuras 15 e 16,

respectivamente.

Figura 15: Cromatograma do solvente hexano.

Figura 16: Cromatograma do branco de análise.

6.1 VALIDAÇÃO DO MÉTODO ANALÍTICO DE DETERMINAÇÃO DE

ORGANOCLORADOS EM SOLOS

6.1.1 SELETIVIDADE: AVALIAÇÃO DA SEPARAÇÃO CROMATOGRÁFICA

Após determinar os tempos de retenção (t

) de cada composto

individualmente (padrão certificado), realizou-se a análise da mistura de todas as

substâncias, com o objetivo de se otimizar as condições cromatográficas do método

multiresíduo. A Figura 17 mostra um cromatograma típico da análise multiresíduo de

organoclorados.

Figura 17. Cromatograma típico obtido na separação multiresíduos dos

analitos organoclorados em estudo nas condições cromatográficas: coluna

DB-15, 30 m x 0,25 mm x 0,25 µm, Pressão: 85 KPa, Programa de temperatura:

75-210 ºC (50 ºC/min); 210-216 ºC (0,7 ºC/min); 216-280 (21 ºC/min), Volume de

injeção: 1µL (automático) e Modo de injeção: Splitless (razão 1:20).

A Tabela 8 apresenta os valores de tempo de retenção (t

), fator de retenção

(k’), resolução (R

) e fator de separação (a) para os picos do cromatograma obtido

para uma mistura de padrões organoclorados, pelo método de injeção automática.

Lindano

–

HCH

ß-HCH

Alaclor Heptacloro

Metolacloro

Aldrin

2,4’ DDE

a – Endosulfan

4,4’ DDD

Dieldrin

Endosulfan

4,4’ DDT

2,4’ DDT

4,4’ DDE

Endrin

Heptacloro

2,4’ DDD

Tabela 8. Valores de t

k’, R

e a para separação da mistura de padrões

organoclorados em coluna DB-5 e injeção automática.

Analitos t

(min) k’ R

a -HCH 5,60 0,37 3,19 1,12

ß-HCH 5,89 0,44 2,68 1,08

Lindano 6,01 0,47 2,37 1,06

Alaclor 7,05 0,72 7,79 1,20

Heptacloro 7,20 0,76 2,74 1,05

Metolacloro 7,85 0,92 4,73 1,12

Aldrin 7,97 0,95 1,83 1,03

2,4 DDE 9,78 1,39 1,29 1,02

a-Endosulfan 10,14 1,48 4,28 1,06

4,4 DDE 10,94 1,68 8,72 1,13

Dieldrin 11,11 1,72 1,74 1,02

2,4 DDD 11,30 1,76 1,93 1,03

Endrin 12,04 1,95 7,33 1,10

b-Endosulfan 12,41 2,04 3,93 1,05

4,4 DDD 12,74 2,12 3,61 1,04

2,4 DDT 12,88 2,15 1,64 1,02

4,4 DDT 13,89 2,40 11,39 1,09

As resoluções foram maiores que 1 para todos os organoclorados, mesmo

para os pares de isômeros orto e para DDT. O fator de separação ou seletividade (a)

deve ser maior que uma unidade, o que é observado para todos analitos. Os valores

de k’ também foram adequados, pois na separação de vários analitos são aceitos

valores na faixa de 1 a 15. (Da Silva Faria, 2004).

6.1.2 CURVAS DE CALIBRAÇÃO E LINEARIDADE

Através de diluições sucessivas da solução da mistura dos POPs estudados,

construíram-se curvas de calibração para cada substância, sendo portanto, estes

compostos quantificados nas amostras de solo por padronização externa.

A curva foi construída com sete pontos distintos de concentração, sendo cada

ponto medido em replicata (n=5).

As Tabelas 9 e 10 mostram as faixas lineares de trabalho, as equações das

retas e os seus respectivos coeficientes de correlação linear (r), obtidos a partir das

curvas para os padrões de agrotóxicos organoclorados, nas condições de injeção

manual e automática, respectivamente.

Tabela 9. Faixas Lineares de Trabalho, Equações da reta e seus respectivos

Coeficientes de Correlação Linear (r) por injeção manual.

Agrotóxicos

Faixa Linear de

Trabalho (µg/L)

Equação da Reta r

Lindano

0,2 – 20 y = 22129x + 998,71 0,9994

Heptacloro

0,25 – 25 y = 17555x + 7641,4 0,9992

Metolacloro

1,0 – 100 y = 1287,2x + 2736,4 0,9986

Aldrin

0,25 – 25 y = 17968x + 2708,8 0,9991

2,4 DDE

0,2 – 20 y = 12366x + 1342,7 0,9996

a-Endosulfan

0,4 – 40 y = 17461x + 7596,2 0,9995

4,4 DDE

0,2 - 20 y = 15848x – 1065,2 0,9992

Dieldrin

0,25 – 25 y = 16678x + 3457,5 0,9992

2,4 DDD

0,2 – 20 y = 10742x + 1766,5 0,9991

Endrin

0,25 – 25 y = 10170x + 1121,3 0,9993

ß-Endosulfan

0,4 – 40 y = 15880x + 5989,4 0,9994

4,4 DDD

0,2 – 20 y = 12351x - 1892,2 0,9983

2,4 DDT

0,2 – 20 y = 11259x + 4151,1 0,9985

4,4 DDT

0,2 – 20 y = 9901,9x + 1079,7 0,9993

100

Tabela 10. Faixas Lineares de Trabalho, Equações da reta e seus respectivos

Coeficientes de Correlação Linear (r) por injeção automática.

Agrotóxicos

Faixa Linear de

Trabalho (µg/L)

Equação da Reta r

Surrogate*

5 – 100 y = 6E+06x + 56003 0,9996

a –HCH

0,2 – 20 y = 5094,9x + 1519 0,9999

ß –HCH

0,2 – 20 y = 3881,3x + 921,32 0,9994

Lindano

0,2 – 20 y = 3621,9x + 581,85 0,9999

Alaclor

0,4 – 40 y = 862,01x + 367,48 0,9993

Heptacloro

0,25 - 25 y = 6317,6x + 1948,2 0,9996

Metolacloro

1,0 - 100 y = 369,35x – 38,671 0,9996

Aldrin

0,25 – 25 y = 6606,1x + 3752,8 0,9985

2,4 DDE

0,2 - 20 y = 3718x + 1309,6 0,9985

a-Endosulfan

0,4 – 40 y = 4752,3x - 65,626 0,9996

4,4 DDE

0,2 – 20 y = 3653,5x + 768,98 0,9985

Dieldrin

0,25 - 25 y = 11482x + 1202,9 0,9998

2,4 DDD

0,2 – 20 y = 2415,5x - 35,914 0,9992

Endrin

0,25 – 25 y = 3030,9x + 380,12 0,9993

ß-Endosulfan

0,4 – 40 y = 3931,7x - 1742,7 0,9985

4,4 DDD

0,2 – 20 y = 2496,6x - 675,1 0,9982

2,4 DDT

0,2 – 20 y = 2022,7x + 518,87 0,9983

4,4 DDT

0,2 – 20 y = 4195,3x - 529,15 0,9977

(*Tetracloro -m xileno)

Normalmente na análise instrumental, a calibração, onde uma variável

dependente é usada para obter informações da relação entre duas ou mais

variáveis, pode ser descrita por uma reta de regressão linear. O coeficiente de

correlação da reta obtida indica se os pontos experimentais se ajustam a esta

hipótese da regressão linear como modelo matemático, na faixa de concentração

101

usada.

Assim, quanto mais próximo de 1,0 for o coeficiente de correlação linear,

menor a dispersão do conjunto de pontos experimentais e menor a incerteza dos

coeficientes de regressão estimados. Um coeficiente de correlação maior que 0,999

é considerado como evidência de um ajuste ideal dos dados para a linha de

regressão (Ribani et al., 2004). A ANVISA (Brasil, 2003)

recomenda um coeficiente

de correlação igual a 0,99 e o INMETRO (2003) um valor acima de 0,90. As curvas

analíticas obtidas foram ajustadas e os coeficientes de correlação linear foram

maiores que 0,997.

Podemos então concluir que o modelo de regressão linear proposto foi

adequado para a quantificação dos analitos na faixa de trabalho estudada.

6.1.3 SENSIBILIDADE

O ECD é um detector que responde a variações na concentração das

espécies organocloradas. Quanto maior a concentração dos OCs nas amostras,

maior a sua concentração no gás carreador, e portanto, maior a resposta obtida.

Quanto menor o volume do detector (menores vazões) maior é a sensibilidade

obtida.

A estrutura molecular também tem um papel importante em relação ao ECD,

onde a quantidade de halogênios e sua posição na estrutura molecular determinam

o sinal analítico. Comportamentos peculiares são observados no ECD, onde o aldrin

com seis átomos de cloro mostra maior sensibilidade do que o heptacloro com sete

átomos de cloro (Hammarstrand, 1976).

As faixas de trabalho, apresentadas na Tabela 10, variam de um analito para

outro, assim como a sensibilidade de cada um deles ao detector ECD. Na Figura 18,

temos um gráfico que mostra as curvas de calibração de todos os compostos de

interesse, mostrando as diferentes respostas e sensibilidades frente ao detector

ECD.

102

Figura 18. Curvas de calibração para cada agrotóxico organoclorado obtidas

nas condições cromatográficas da Tabela 6 com injeção automática.

6.1.4 REPETITIVIDADE

A precisão das medidas foi avaliada em termos de repetitividade. Foi aplicado

o Teste de Grubbs (teste G), para verificar se os valores obtidos podem ser

aplicados com 95 % de confiança, ou se devem ser rejeitados. No teste de Grubbs

calcula-se a média e o desvio padrão de um conjunto de dados segundo a fórmula:

T = (X – X

)/s , onde X = média do conjunto de valores; X

= determinado valor do

conjunto de dados que se quer avaliar e; s = desvio-padrão do conjunto de valores

(Taylor, 1990). As Tabelas 11 e 12 mostram os valores de área, tempos de

retenção, teste G e repetitividade, para n=5, para lindano e 4,4’ DDD,

respectivamente, para dois valores de concentração próximos aos extremos da

curva de calibração (1µg/L e 20 µg/L) e em diferentes dias de análise.

A reprodutibilidade é considerada importante quando se busca a verificação

do desempenho de um método em relação aos dados de validação obtidos através

de comparação interlaboratorial (INMETRO, 2003).

Curvas de Calibração dos OCs

50000

100000

150000

200000

250000

300000

350000

0 20 40 60 80 100 120

Concentrações (ug/L)

Áreas (mV.s)

a -HCH

b-HCH

Lindano

Alaclor

Heptacloro

metolacloro

Aldrin

2,4 DDE

a - Endosulfan

b- Endosulfan

Dieldrin

Endrin

4,4 DDE

2,4 DDD

4,4 DDD

2,4 DDT

4,4 DDT

103

Tabela 11. Valores de Área, t

, teste G e repetitividade para o padrão de

Lindano nas concentrações de 1 e 20 µg/L em dias diferentes de análise.

NOME DO PADRÃO: Lindano

Data: 03/05/2005

CONCENTRAÇÃO ANALISADA:

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA

DPR (%)

ÁREA 3795 2778 3292 2959 3771 462 213473 3319 14

TESTE G 1,03 -1,17 -0,06 -0,78 0,98

TR 5,97 6,0 5,98 5,98 6,04 0,027 7,23E-04 5,99 0,45

TESTE G -0,73 0,13 -0,62 -0,47 1,69

CONCENTRAÇÃO ANALISADA:

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA

DPR (%)

ÁREA 69474 76441 56945 73913 79723

8855 78401219 71299 12,4

TESTE G -0,21 0,58 -1,62 0,30 0,95

TR 5,99 5,99 6,0 5,98 6,01 0,011 1,1 E-04 5,99 0,18

TESTE G -0,32 -0,42 0,06 -0,98 1,66

REPETITIVIDADE MÉDIA DA ÁREA 13,2

% G tabelado (n=5)

REPETITIVIDADE MÉDIA DO TR 0,31

% 1,715

NOME DO PADRÃO: Lindano

Data: 27/05/2005

CONCENTRAÇÃO ANALISADA:

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA

DPR (%)

ÁREA 3794 3345 3767 3820 3074 334,5 111907 3560 9,4

TESTE G 0,70 -0,64 0,62 0,78 -1,45

TR 6,01 6,04 6,01 6,00 6,00 0,016 2,4E-04 6,01 0,26

TESTE G -0,34 1,73 -0,08 -0,72 -0,6

CONCENTRAÇÃO ANALISADA:

20 µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA

DPR (%)

ÁREA 50154 63983 50563 55004 57185 5655,2 31981388 55378 10,2

TESTE G -0,924 1,522 -0,851 -0,066 0,320

TR 6,005 6,01 6,003 6,006 6,008 0,004 1,45E-05 6,007 0,06

TESTE G -0,53 1,58 -1,05 -0,26 0,26

REPETITIVIDADE MÉDIA DA ÁREA 9,8

% G tabelado (n=5)

REPETITIVIDADE MÉDIA DO TR 0,16

% 1,715

104

Tabela 12. Valores de Área, t

, teste G e repetitividade para o padrão de 4,4’-

DDD nas concentrações de 1 e 20 µg/L em dias diferentes de análise.

NOME DO PADRÃO: 4,4 DDD

Data: 03/05/2005

CONCENTRAÇÃO ANALISADA:

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA DPR (%)

ÁREA 1293 1187 1475 1125 1511 171 29233 1318 13,0

TESTE G -0,15 -0,77 0,92 -1,13 1,13

TR 12,78 12,79 12,7 12,69 12,69 0,05 0,0022 12,73 0,38

TESTE G 1,05 1,14 -0,66 -0,78 -0,74

CONCENTRAÇÃO ANALISADA:

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA DPR (%)

ÁREA 44849 48545 54394 39765 54767 6396 40910024 48464 13,198

TESTE G -0,57 0,01 0,93 -1,36 0,985

TR 12,73 12,73 12,70 12,76 12,76 0,03 0,0008 12,74 0,22

TESTE G -0,28 -0,39 -1,33 1,04 0,96

REPETITIVIDADE MÉDIA DA ÁREA 13,1

% G tabelado (n=5)

REPETITIVIDADE MÉDIA DO TR 0,30

% 1,715

NOME DO PADRÃO: 4,4 DDD

Data: 27/05/2005

CONCENTRAÇÃO ANALISADA: 1

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA DPR (%)

ÁREA 1730

1880

1673

1902

1859

101 10232 1809 5,6

TESTE G -0,78 0,70 -1,34 0,92 0,50

TR 12,75

12,74

12,77

12,76

0,009 7,7E-05 12,76 0,07

TESTE G -0,25 -1,50 1,12 -0,02 0,66

CONCENTRAÇÃO ANALISADA: 20

µg/L

CORRIDA 1 2 3 4 5

VARIÂNCIA

MÉDIA DPR (%)

ÁREA 47987

55619

50624

49593

55814

3585 12852149 51927 6,9

TESTE G -1,1 1,03 -0,36 -0,65 1,08

TR 12,75

12,75

12,74

12,75

0,003 9E-06 12,75 0,02

TESTE G 0,000 1,000 -1,67 0,33 0,33

REPETITIVIDADE MÉDIA DA ÁREA 6,3

% G tabelado (n=5)

REPETITIVIDADE MÉDIA DO TR 0,05

% 1,715

105

Para n=5, o valor tabelado de G é 1,715 (Leite, 1998). Assim, podemos

observar que todos os valores estão dentro da faixa de confiança. Os valores de

precisão, de um modo geral, foram bons, uma vez que são aceitáveis valores de até

20 % (Ribani et al., 2004; Da Silva Faria, 2004).

Os valores encontrados para todos os pontos da curva de calibração

apresentaram um desvio padrão relativo (DPR) em relação ao tempo de retenção

inferior a 0,7 %, e em área, um DPR <15%, considerados adequados para análises

de traços/resíduos (Ribani et al, 2004).

6.1.5 LIMITES DE DETECÇÃO (LD) E QUANTIFICAÇÃO (LQ)

Os limites de detecção e quantificação foram obtidos tanto para o instrumento

quanto para o método.

Os limites de detecção e quantificação instrumental medem a sensibilidade do

equipamento em função do padrão sem levar em consideração o efeito da matriz,

que só é evidenciado quando uma amostra real é analisada. Conseqüentemente, o

limite de detecção e quantificação do método é obtido em função do efeito da matriz

e do menor sinal detectado no cromatograma para cada agrotóxico identificado.

Para a determinação dos limites de detecção (LDI) e de quantificação (LQI)

instrumental foram construídas curvas de calibração dos padrões de organoclorados

em sete diferentes concentrações, na faixa de 0,2 a 100 µg/L. Os parâmetros que

descrevem a reta foram utilizados nas equações 1 e 2 para o cálculo dos limites de

detecção de quantificação apresentados na Tabela 13.

LDI = 3 x RMSE/ a (1)

LQI = 10 x RMSE/a (2)

onde RMSE = estimativa do erro padrão da regressão linear.

= resíduo padrão da regressão linear.

n = número de pontos.

a = coeficiente angular da reta.

106

Tabela 13. Limites de Detecção e Quantificação Instrumental para os

compostos organoclorados.

Analitos LDI (µg/L) LQI (µg/L)

a –HCH

0,25 0,84

ß –HCH

0,6 1,97

Lindano

0,27 0,9

Alaclor

1,24 4,13

Heptacloro

0,6 2,0

Metolacloro

2,3 7,7

Aldrin

1,17 3,91

2,4 DDE

0,96 3,2

a-Endosulfan

0,92 3,06

4,4 DDE

0,93 3,09

Dieldrin

1,8 6,0

2,4 DDD

0,66 2,2

Endrin

0,77 2,57

ß-Endosulfan

1,85 6,17

4,4 DDD

1,02 3,4

2,4 DDT

1,0 3,3

4,4 DDT

1,14 3,81

Os limites de detecção do método (LDM) foram calculados conforme proposto

por LONG e WINEFORDNER (1983) e LEITE (1998), segundo os quais tais limites

são calculados a partir de 3 vezes a razão sinal/ ruído do cromatograma obtido da

amostra real, onde o desvio padrão da média da variação do sinal da linha de base

ou ruído

da amostra é calculado ponto a ponto. Os limites de quantificação do

método (LQM) foram calculados como 10 vezes a razão sinal/ ruído, obtidos para os

cromatogramas da amostra real (MILLER e MILLER, 1993).

Ruído

é a flutuação do sinal do detector quando nenhuma amostra está presente (desvios e oscilações da

linha de base). Pode ser causado por mudanças na temperatura, fluxo de gás, voltagem na linha, assim como por

problemas eletrônicos, impurezas e sujeiras nos gases e no detector. Por melhor que seja o funcionamento do sistema,

sempre existe ruído. É uma medida da distância média entre o maior desvio da linha de base e o menor desvio em período

de tempo. (Grob, 1995). O ruído da amostra leva em consideração também os efeitos de matriz.

107

A razão sinal/ruído para cada metodologia de extração e para as diferentes

amostras reais de solo com indicativo de apresentar contaminação por OCs foi

determinada para verificar o efeito da matriz no cálculo dos limites de detecção e

quantificação, que estão apresentados nas Tabelas 14, 15 e 16. A Figura 19

identifica as regiões de ruído instrumental do cromatograma obtido de uma amostra

do PARNASO, a partir do qual foi realizado o cálculo do ruído.

Tabela 14. Limites de Detecção e Quantificação (µg/kg) para as amostras do

PARNASO nos diferentes métodos de extração.

Soxhlet Ultrasom Microondas

Analitos LDM LQM LDM LQM LDM LQM

a –HCH 0,51 1,71 0,25 0,85 1,42 4,73

ß –HCH 0,07 0,23 0,04 0,13 0,29 0,97

Lindano 0,12 0,41 0,07 0,23 0,10 0,34

Alaclor 0,44 1,47 0,26 0,85 0,60 2,01

Heptacloro 0,05 0,17 0,03 0,09 0,11 0,35

Metolacloro 0,91 3,03 0,30 1,00 1,30 4,33

Aldrin 0,02 0,05 0,01 0,02 0,05 0,17

2,4 DDE 0,01 0,04 0,002 0,01 0,01 0,04

a-Endosulfan 0,01 0,03 0,002 0,01 0,01 0,03

4,4 DDE 0,02 0,06 0,004 0,01 0,01 0,03

Dieldrin 0,003 0,01 0,001 0,002 0,002 0,01

2,4 DDD 0,03 0,09 0,01 0,02 0,01 0,03

Endrin 0,01 0,02 0,001 0,005 0,002 0,01

ß-Endosulfan 0,005 0,02 0,001 0,004 0,003 0,01

4,4 DDD 0,01 0,02 0,002 0,01 0,01 0,02

2,4 DDT 0,04 0,12 0,004 0,01 0,01 0,04

4,4 DDT 0,02 0,05 0,01 0,03 0,08 0,27

108

Tabela 15. Limites de Detecção e Quantificação (µg/kg) para as amostras da

Floresta Japonês (FJ) nos diferentes métodos de extração.

Soxhlet Ultrasom Microondas

Analitos LDM LQM LDM LQM LDM LQM

a –HCH - - - - 1,48 4,94

ß –HCH - - - - 1,54 5,13

Lindano 0,03 0,10 0,01 0,03 0,29 0,98

Alaclor 0,05 0,15 0,10 0,33 2,15 7,16

Heptacloro 0,01 0,02 0,01 0,02 0,52 1,72

Metolacloro 0,10 0,33 0,03 0,09 2,55 8,49

Aldrin 0,002 0,01 0,01 0,02 0,02 0,06

2,4 DDE 0,003 0,01 0,001 0,002 0,03 0,09

a-Endosulfan 0,001 0,003 - - 0,01 0,03

4,4 DDE 0,003 0,01 0,003 0,01 0,01 0,03

Dieldrin 0,003 0,01 0,0004 0,001 0,00 0,01

2,4 DDD 0,002 0,01 0,002 0,01 0,02 0,07

Endrin 0,01 0,02 0,01 0,03 0,01 0,02

ß-Endosulfan 0,002 0,01 0,005 0,02 0,01 0,02

4,4 DDD 0,004 0,01 0,003 0,01 0,01 0,02

2,4 DDT 0,001 0,005 0,001 0,002 0,01 0,02

4,4 DDT 0,004 0,01 0,003 0,01 0,01 0,02

Tabela 16. Limites de Detecção e Quantificação (µg/kg) para as amostras da

Fazenda São Luiz (FSL) nos diferentes métodos de extração.

Soxhlet Ultrasom Microondas

Analitos LDM LQM LDM LQM LDM LQM

a –HCH - - - - 3,15 10,49

ß –HCH - - - - 0,84 2,79

Lindano 0,006 0,02 0,003 0,01 0,33 1,10

Alaclor 0,02 0,07 0,009 0,03 - -

Heptacloro 0,002 0,006 0,002 0,007 0,52 1,75

Metolacloro 0,05 0,2 0,02 0,05 1,96 6,54

Aldrin 0,004 0,012 0,009 0,031 0,01 0,04

2,4 DDE 0,005 0,02 0,001 0,004 0,01 0,05

a-Endosulfan 0,007 0,02 0,0005 0,002 0,01 0,02

4,4 DDE 0,002 0,005 0,0003 0,001 0,01 0,02

Dieldrin 0,003 0,01 0,001 0,003 0,002 0,01

2,4 DDD 0,008 0,03 0,002 0,005 0,01 0,03

Endrin 0,006 0,02 0,001 0,002 0,003 0,01

ß-Endosulfan 0,006 0,02 0,001 0,002 0,003 0,01

4,4 DDD 0,002 0,006 0,0005 0,002 0,01 0,02

2,4 DDT 0,002 0,005 0,0001 0,0005 0,01 0,02

4,4 DDT 0,008 0,03 0,002 0,007 0,02 0,06

109

Foi observado que os LDM e LQM variam de acordo com o método de

extração e matriz. Nota-se um aumento significativo na seguinte ordem: Ultrasom<

Soxhlet< Microondas. De um modo geral, com relação aos diferentes tipos de solo,

verifica-se um aumento: Fazenda São Luiz < Floresta Japonês < PARNASO, para a

maioria dos compostos.

Figura 19. Exemplo de um cromatograma da amostra do PARNASO com picos

dos analitos de interesse (6, 8 e 12), picos de solventes (1-2), picos de

componentes da matriz (3- 4, 7, 9 e 13) e ruído instrumental (5 e 11).

6.1.6 RECUPERAÇÃO DOS POLUENTES ORGANOCLORADOS

PERSISTENTES NAS AMOSTRAS DE SOLO.

No estudo de recuperação dos organoclorados, as amostras de solo foram

submetidas aos procedimentos de extração, clarificação e pré-concentração, e os

valores de recuperação foram obtidos pelo método de padronização externa, sendo

cada experimento realizado, pelo menos, em triplicata. A recuperação (R) foi

calculada através da equação 3:

110

R (%)= (C

– C

) x 100 (3)

Onde: C

= Concentração obtida na amostra fortificada

= Concentração obtida no branco da amostra

= Concentração adicionada na fortificação

Nos testes de recuperação foi quantificado o padrão de controle com relação

ao sinal do Tetracloro -m xileno.

6.1.6.1 Recuperação dos POPs por extração por Soxhlet

Nas Tabelas 17, 18 e 19 estão apresentados os valores de recuperação (R), a

estimativa de desvio padrão (SD) e o coeficiente de variação (CV), encontrados para

as amostras da Floresta Japonês, da Fazenda São Luiz e PARNASO,

respectivamente, pelo método de Extração por Soxhlet.

Tabela 17. Recuperação dos POPs para as amostras da Floresta Japonês por

Extração por Soxhlet.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Lindano

111 15,8 14,2

Heptacloro

66 3,7 5,6

Metolacloro

135 7,0 5,2

Aldrin

70 5,4 7,8

2,4 DDE

130 7,1 5,4

a-Endosulfan

77 7,8 10,2

4,4 DDE

148 15,7 10,6

Dieldrin

74 3,7 5,0

2,4 DDD

131 3,2 2,6

Endrin

93 6,5 6,9

ß-Endosulfan

149 7,2 4,8

4,4 DDD

142 13 9,2

2,4 DDT

129 11 8,4

4,4 DDT

128 5,9 4,7

111

Tabela 18. Recuperação dos POPs para as amostras da Fazenda São Luiz por

Extração por Soxhlet.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Lindano

135 19,3 14,3

Heptacloro

66 0,61 0,93

Metolacloro

153 19 12,4

Aldrin

121 29 24

2,4 DDE

149 13,5 9,1

a-Endosulfan

157 14,4 9,2

4,4 DDE

156 6,5 4,2

Dieldrin

84 6,6 7,9

2,4 DDD

194 49,6 25,6

Endrin

87 3,0 3,4

ß-Endosulfan

135 13,2 9,7

4,4 DDD

147 3,0 2,0

2,4 DDT

142 2,4 1,7

4,4 DDT

146 5,6 3,9

Tabela 19. Recuperação dos POPs para as amostras das Subparcelas do

PARNASO (PN) por Extração em Soxhlet.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Surrogate*

84 7,7 9,2

Lindano

107 10,3 9,6

Heptacloro

149 15,3 10,3

Metolacloro

71 5,1 7,2

Aldrin

123 4,9 4,0

2,4 DDE

76 4,2 5,5

a-Endosulfan

252 12,6 5,0

4,4 DDE

70 2,3 3,3

Dieldrin

57 4,4 7,7

2,4 DDD

236 3,0 1,3

Endrin

141 4,9 3,5

ß-Endosulfan

187 9,3 5,0

4,4 DDD

223 3,5 1,6

2,4 DDT

98 13 13,2

4,4 DDT

81 7,6 9,4

(*Tetracloro -m xileno)

112

Os intervalos aceitáveis de recuperação para análise de resíduos geralmente

estão entre 70 e 120%, com precisão de até ± 20% (Ribani et al, 2004). Entretanto

são considerados também aceitáveis valores compreendidos entre 40 e 130 %

(Yogui, 2002). Observou-se para alguns analitos valores acima de 130 %, o que

pode ser devido a contribuição da matriz. Nas amostras do PARNASO foram

adicionados padrão “surrogate” antes do processo de extração. O fator de

recuperação para este foi de 84 %, com coeficiente de variação de 9,2 %, mostrando

que a metodologia empregada foi adequada. De uma forma geral, as recuperações

foram muito boas, com os desvios padrão e coeficientes de variação menores que

20%, o que indica que o método de extração em Soxhlet mostrou-se eficiente para

as diferentes matrizes.

6.1.6.2 Recuperação dos POPs por extração assistida por Ultrasom

A recuperação pela metodologia de extração assistida por ultrasom foi

estudada apenas para a amostra do PARNASO. Na Tabela 20, os valores de

recuperação (R), a estimativa de desvio padrão (SD) e o coeficiente de variação

(CV), encontrados para as amostras do PARNASO, foram listados.

Os valores de recuperação obtidos pela extração assistida por ultrasom

foram, para metade dos compostos em estudo, maiores que 130 %, verificando-se

mais uma vez a interferência da matriz na análise dos analitos. A recuperação do

“surrogate” foi 92 %, com coeficiente de variação de 7 %, o que indica que o método

de extração assistida por ultrasom pode ser eficiente para a matriz analisada.

113

Tabela 20. Recuperação dos POPs para as amostras do PARNASO por

extração assistida por Ultrasom.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Surrogate*

92 6,5 7,1

Lindano

209 21 10

Heptacloro

65 9,6 14,8

Metolacloro

148 15,9 10,7

Aldrin

104 13,8 13,3

2,4 DDE

156 20,2 12,9

a-Endosulfan

163 23 14,2

4,4 DDE

157 19,7 12,5

Dieldrin

79 11,2 14,2

2,4 DDD

141 19,1 13,6

Endrin

101 14,6 14,4

ß-Endosulfan

122 21 17,3

4,4 DDD

138 14,2 10,3

2,4 DDT

234 60 25,6

4,4 DDT

77 11,6 15

(*Tetracloro -m xileno)

6.1.6.3 Recuperação dos POPs por extração assistida por radiação

Microondas

A recuperação pela metodologia de extração assistida por radiação

microondas foi estudada apenas para a amostra do PARNASO. Na Tabela 21

mostra os valores de recuperação (R), a estimativa de desvio padrão (SD) e o

coeficiente de variação (CV), encontrados para as amostras do PARNASO.

Os valores de recuperação obtidos pela extração assistida por radiação

microondas foram para a maioria dos compostos dentro da faixa de 70 - 130 %, com

exceção do lindano (303 %) e dieldrin (27 %). Provavelmente no caso do dieldrin,

pode ter ocorrido degradação, devido as condições mais severas de temperatura e

pressão no forno de microondas. Entretanto para o lindano, verifica-se uma forte

interferência dos co-extrativos da matriz, que não foram totalmente eliminados na

etapa de clarificação e co-eluíram com o analito, na análise cromatográfica. A

recuperação do “surrogate” foi 76 %, com coeficiente de variação de 3 %, o que

114

demonstra que o método de extração assistida por radiação microondas é eficiente

para a matriz analisada.

Tabela 21. Recuperação dos Poluentes Organoclorados Persistentes para as

amostras do PARNASO, por extração assistida por Microondas.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Surrogate*

76 2,6 3,4

Lindano

303 23,4 7,7

Heptacloro

79 4,8 6,1

Metolacloro

95 13,5 14,2

Aldrin

74 11,4 15,5

2,4 DDE

119 23,2 19,5

a-Endosulfan

130 9,6 7,4

4,4 DDE

109 4,1 3,7

Dieldrin

27 2,2 8,2

2,4 DDD

103 5,8 5,6

Endrin

70 4,7 6,7

ß-Endosulfan

94 2,4 2,6

4,4 DDD

107 14 13

2,4 DDT

72 7,6 10,5

4,4 DDT

108 6,7 6,2

(*Tetracloro -m xileno)

6.1.6.4 Determinação de POPs em Amostra de Referência Certificada

Para avaliar a exatidão dos métodos foram realizadas a análise de uma

amostra de material de referência certificado: solo ERM

- CC007. Para quantificação

dos POPs ( a-HCH, ß-HCH, 4,4’ –DDE, 2,4’-DDT e 4,4’-DDT) no solo certificado foi

construída uma curva de calibração (com 5 pontos) na faixa de concentração de 25

a 400 µg/L. Na Tabela 22 estão apresentadas as faixas lineares de concentração, as

equações da reta e os seus respectivos coeficientes de correlação linear (r), obtidos

a partir das curvas padrões para a determinação dos agrotóxicos organoclorados. As

concentrações certificadas presentes na amostra de solo certificada estão

apresentados na Tabela 23.

115

Tabela 22. Faixas Lineares de Trabalho, Equações da reta e seus respectivos

Coeficientes de Correlação Linear (r) para quantificação dos solos certificados.

Agrotóxicos

Faixa Linear

de Trabalho

(µg/L)

Equação da Reta r

a –HCH 25 – 400 y = 3700,6x + 172788 0,9968

ß - HCH 25 – 400 y = 2237,1x + 77519 0,9988

4,4 DDE 25 – 400 y = 3645,7x + 66685 0,9993

2,4 DDT 25 – 400 y = 1414,3x + 19067 0,9988

4,4 DDT 25 – 400 y = 1868,4x + 16612 0,9993

Tabela 23. Concentrações de a-HCH, ß-HCH, 4,4’ –DDE, 2,4’-DDT e 4,4’-DDT

em amostra de referência certificada de solo ERM

- CC007.

Analitos

Concentração

(µg/kg)

Incerteza

a –HCH

32 ± 6

ß –HCH

386 ± 40

4,4 DDE

56 ± 6

2,4 DDT

36 ± 7

4,4 DDT

153 ± 15

As Tabelas 24, 25 e 26 mostram os resultados obtidos em termos de

recuperação (R), a estimativa de desvio padrão (SD) e o coeficiente de variação

(CV), encontrados na análise da amostra de solo certificado, usando extração por

Soxhlet, extração assistida por ultrasom e extração assistida por radiação

microondas, respectivamente.

116

Tabela 24. Recuperação dos POPS em Solo Certificado por Extração por

Soxhlet.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Surrogate*

65 9,7 14,9

a –HCH

83 60,8 73,1

ß –HCH

111 19,8 17,8

4,4 DDE

133 33,4 25,2

2,4 DDT

208 59,0 28,3

4,4 DDT

126 54,3 43,1

(*Tetracloro -m xileno)

Tabela 25. Recuperação dos POPs em Solo Certificado por Extração assistida

por Ultra-som.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Surrogate*

69 12,0 17,5

a –HCH

14 0,9 6,2

ß –HCH

77 5,7 7,4

4,4 DDE

71 9,6 13,6

2,4 DDT

132 7,4 5,6

4,4 DDT

138 8,1 5,9

(*Tetracloro -m xileno)

Tabela 26. Recuperação dos POPs em Solo Certificado por Extração assistida

por Radiação Microondas.

Analitos R (%) SD (±) CV(%)

Surrogate*

76 9,6 12,6

a –HCH

111 33,6 30,2

ß –HCH

127 12,7 10

4,4 DDE

145 13,8 9,5

2,4 DDT

234 18,2 7,8

4,4 DDT

215 13,6 6,3

(*Tetracloro -m xileno)

117

Na extração por Soxhlet, os resultados de recuperação no solo certificado

mostram valores na faixa entre 65 – 208 %, mostrando que a metodologia

empregada pode ser considerada adequada.

A extração assistida por ultrasom mostraram valores de recuperação no solo

na faixa entre 69 – 138 %, com exceção do a – HCH que apresentou uma

recuperação muito baixa (14 %), provavelmente devido ao fato do ultrasom ser um

método menos energético.(Sanghi e Kannamkumarath, 2004).

Para a extração assistida por radiação microondas, verificam-se valores de

recuperações maiores que o esperado, na faixa entre 76 – 234 %. Entretanto,

segundo o relatório de certificação do solo, foram realizados testes para diferentes

métodos de extração (Soxhlet, Ultrasom e ASE), não sendo utilizado a extração por

microondas. Por este método alcançar rapidamente altas temperaturas, sendo mais

eficiente que os demais métodos, contribui para um maior efeito da matriz na

recuperação (Chee, Wong e Lee, 1996; Pastor et al., 1997; Sanghi e

Kannamkumarath, 2004).

A representação gráfica das recuperações obtidas para os diferentes métodos

de extração está apresentada na Figura 20, onde se observa valores crescentes de

recuperações dos POPs em solo certificado na seguinte ordem: ultrasom < soxhlet <

microondas.

Comparando-se as concentrações recuperadas (µg/kg) com os valores

certificados, mostradas na Figura 21, verifica-se que os valores foram bem próximos,

conseqüentemente, pode-se concluir que as metodologias empregadas foram

eficientes na determinação dos analitos de interesse.

118

Figura 20. Estudo da recuperação dos POPs em solo certificado por diferentes

métodos de extração.

Figura 21. Concentrações recuperadas dos POPs em solo certificado pelos

diferentes métodos de extração.

Segundo a UNEP/IOC/IAEA/FAO (1989) estudos de recuperação dos padrões

adicionados a uma matriz (adição de analito) não garante que o método produzirá

resultados exatos, pois o procedimento de extração pode estar sendo inadequado

100

150

200

250

surrogate a - HCH b- HCH 4,4 DDE 2,4 DDT 4,4 DDT

Analitos Organoclorados

R(%)

Soxhlet

Ultrasom

Microondas

100

200

300

400

500

Concentrações (ug/kg)

a - HCH b- HCH 4,4 DDE 2,4 DDT 4,4 DDT

Analitos Organoclorados

Concentrações recuperadas do Solo Certificado

Soxhlet

Ultrasom

Microondas

Valores

certificados

119

para liberar os contaminantes da matriz da amosta. Além disso, a interação dos

componentes da matriz com os analitos originalmente presentes na amostra e com

aqueles adicionados pode ser completamente diferente (Yhogui, 2002).

6.2 CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DOS SOLOS

Os teores de carbono total, carbono orgânico, hidrogênio e nitrogênio obtidos

para as amostras de solo obtidas através do Analisador Elementar Automático,

estão apresentados na Tabela 27. Para determinação do carbono orgânico, as

amostras foram submetidas a um processo de descarbonatação (remoção de

carbonatos), que consiste na adição de ácido clorídrico (HCl) 1M para eliminação do

carbono inorgânico. Os teores de umidade total e residual estão mostrados na

Tabela 28.

Tabela 27. Teores de CHN obtidos por Análise Elementar Automática nos solos

estudados

AMOSTRA CARBONO (%) HIDROGÊNIO(%) NITROGÊNIO(%)

FJ*

3,25 1,61 0,31

3,76 1,59 0,33

FSL*

3,22 2,70 0,51

FSL

4,75 1,92 0,35

T4*

12,92 3,04 1,04

16,04 3,04 1,04

TPS*

17,52 2,93 1,31

PN*

7,04 2,18 0,53

8,65 2,32 0,75

*Amostras descarbonatadas

120

Tabela 28. Teores de Umidade do Solo.

Nas amostras do PARNASO (T4, TPS e Subparcelas do Rio Paquequer)

foram encontrados maiores teores de carbono orgânico do que nas amostras da

Micro-Bacia do Córrejo Sujo. Este fato se deve às características de solos de

florestas tropicais, solos chamados turfosos, contendo cerca de 20% de carbono

orgânico, devido a predominância de um material orgânico fibroso-turfa. As

Subparcelas do Rio Paquequer apresentaram aos maiores conteúdos de umidade

residual (que é a umidade após a secagem ao ar por 48 horas). Estes resultados

corroboram a influência destas variáveis nos métodos de análise, especificamente

na etapa de clarificação do extrato da amostra.

O maior conteúdo de matéria orgânica pode gerar grandes quantidades de

co-extrativos nas amostras, que podem vir a interferir ou a co-eluir com os analitos

de interesse. Desta forma, se a etapa de clarificação não for suficiente para

eliminação destes concomitantes, o indicativo da presença de poluentes no solo

pode levar a falsos positivos, devido à interferência da matriz. Igualmente, em

amostras fortificadas, observou-se altas recuperações, devido à contribuição da

matriz, aumentando o sinal dos analitos. Isto, pode de certa forma, justificar os altos

valores de recuperação (> 130%) obtidos para as amostras fortificadas, já que estes

seriam o somatório do padrão adicionado com a contribuição da matriz.

6.3 MÉTODOS DE CLARIFICAÇÃO DE AMOSTRAS

Foram estudados três procedimentos de “cleanup” por SPE para clarificação

de amostras distintas. São eles a SPE com discos C

, o Florisil através do

procedimento do Departamento de Alimentos e Agricultura da Califórnia (DAAC) e o

Amostras PARNASO Umidade Total Umidade residual

Subparcelas do Rio

Paquequer

53 % 26 %

Trilha da Pedra do Sino

(TPS)

52 % 6 %

121

Florisil pelo procedimento da US-EPA. Inicialmente, para as amostras da Floresta

Japonês (FJ) foi testada a SPE (discos C

), entretanto este procedimento não se

mostrou efetivo para clarificação das amostras, pois foi observado que os extratos

permaneciam ainda com uma coloração amarela, sendo necessário testar

procedimento adicional de “cleanup”. Como segunda etapa de clarificação foi

empregada a extração em fase sólida em coluna de Florisil segundo procedimento

do DAAC. No entanto, verificou-se que o SPE seguido de Florisil segundo

procedimento do DAAC, além de ser um processo muito demorado, poderia

acarretar perdas de analitos com as trocas de solvente e pré-concentrações.

Na Tabela 29 encontram-se os resultados de alguns experimentos, expressos

em termos de concentração (µg/kg) realizados antes (“cleanup” apenas com discos

) e após a etapa de clarificação em coluna de Florisil segundo procedimento do

DAAC para amostras da FJ. Pode-se observar que para a maioria dos analitos

houve um aumento das concentrações, para alguns houve diminuição da

concentração, enquanto que outros não foram detectados após clarificação.

Para as amostras da Fazenda São Luiz (FSL), optou-se por testar o método

recomendado pela US-EPA da extração em fase sólida em coluna de Florisil. As

desvantagens desta metodologia são o consumo de tempo (procedimento tedioso) e

de grandes quantidades de solventes, éter etílico e hexano, além de não ter

apresentado uma melhora significativa quanto à coloração obtida do extrato final.

Foi comparado o emprego de duas etapas de clarificação (SPE com C

Florisil segundo procedimento do DAAC) com o de apenas uma etapa (Florisil

segundo procedimento do DAAC) para as amostras do PARNASO (T4 e TPS). Estes

resultados estão mostrados a Tabela 30. O procedimento com apenas uma coluna

de Florisil, apesar de apresentar uma diminuição na concentração para a maioria

dos analitos, não foi ainda suficiente, pois se observou que os extratos permaneciam

muito escuros (coloração esverdeada). Seria necessário o emprego de duas colunas

de “cleanup”, o que poderia resultar em maiores perdas dos analitos de interesse,

além de tornar o procedimento analítico ainda mais demorado e tedioso.

Desta forma, foi adotado para as amostras das subparcelas do PARNASO e

solo certificado, o método de clarificação em coluna de Florisil segundo

procedimento do DAAC, por ser mais rápido, consumir menores volumes de solvente

e ser mais efetivo que os discos C

na eliminação das substâncias húmicas

pigmentos de plantas presentes nas amostras de solo.

122

A etapa de clarificação é decisiva na determinação dos compostos

organoclorados de interesse. Assim, se esta etapa não for eficiente, podem ocorrer

recuperações muito elevadas dos analitos em amostras fortificadas e falsos positivos

em amostras reais.

As substâncias húmicas podem ser divididas, conforme sua afinidade com água, em:

hidrofílicas, constituídas

principalmente por carboidratos neutros ou ácidos de origem microbiana e derivados de plantas, e hidrofóbicas, formadas

por cadeias carbônicas longas, alifáticas e ricas em polifenóis oriundos principalmente da oxidação da lignina e da celulose

(Kaiser e Zech, 2000).

123

Tabela 29. Concentrações (µg/kg) obtidas antes e após o uso da extração em Fase Sólida em Coluna de Florisil seguindo

procedimento da DAAC para amostras da FJ.

Amostras FJ2 FJ4 FJ7 FJ9

Analitos Antes Florisil

Depois Florisil Antes Florisil

Depois Florisil Antes Florisil Depois Florisil Antes Florisil Depois Florisil

Lindano - 25,49 2,47 3,57 1,93 3,00 2,85 2,68

Alaclor - - - - - - - -

Heptacloro 3,97 1,40 1,23 - 0,73 1,05 0,79 0,63

Metolacloro 19,12 34,97 6,94 - - - - 18,22

Aldrin - 12,77 - 1,45 0,70 0,99 0,86 1,20

2,4 DDE 0,75 4,73 0,82 0,45 - 0,20 - 0,32

a-Endossulfa 5,73 5,76 5,00 3,79 - 3,49 - 3,66

4,4 DDE 0,21 1,02 - 0,80 0,35 0,56 0,38 0,67

Dieldrin 0,76 0,78 0,71 - - 0,06 - -

2,4 DDD 0,90 1,22 0,06 0,75 0,15 0,45 0,19 0,28

Endrin 0,25 6,27 0,79 0,55 0,83 1,43 1,05 1,46

b-Endossulfa 0,78 0,75 0,81 0,17 0,75 1,55 0,97 1,40

4,4 DDD - 1,14 - 0,66 0,56 0,82 0,55 0,76

2,4 DDT 1,08 - 0,90 - 0,07 0,23 - 0,17

4,4 DDT 0,80 1,30 0,12 0,61 0,38 1,62 0,49 1,38

124

Tabela 30. Influência da etapa de clarificação na concentração (µg/kg) dos

analitos para amostra do PARNASO.

Amostras PARNASO

Analitos Florisil + SPE Florisil

Lindano 5,62 1,64

Alaclor - -

Heptacloro 2,78 0,40

Metolacloro 6,22 2,43

Aldrin 1,18 -

2,4 DDE 1,62 -

a-Endosulfan 1,09 -

4,4 DDE 0,01 0,26

Dieldrin 0,72 -

2,4 DDD 0,43 1,05

Endrin 1,39 -

b-Endosulfan 2,43 0,04

4,4 DDD 2,44 0,57

2,4 DDT 1,17 0,07

4,4 DDT 3,79 1,12

6.4 DETERMINAÇÃO DE POLUENTES ORGANOCLORADOS NAS

AMOSTRAS DE SOLOS

Foi detectada a presença de agrotóxicos organoclorados nas amostras de

solo coletadas nas localidades da Micro-Bacia do Córrego Sujo, nas subparcelas do

Rio Paquequer e transsectos no PARNASO.

As Tabelas 31, 32 e 33 mostram os níveis dos POPs organoclorados (em

termos de LD e LQ) encontrados nas amostras de solo, pelos diferentes métodos de

extração: soxhlet, ultrasom e microondas. Os valores de LD e LQ mostrados a seguir

referem-se aos apresentados previamente nas Tabelas 14, 15 e 16.

Foi observado para todas as amostras, que a maioria dos compostos

analisados foram detectados em concentrações acima de seu limite de quantificação

(LQ). No entanto, foi também verificado que em algumas replicatas de amostra não

havia uma confirmação da presença do agrotóxico.

Com o objetivo de confirmar a presença dos POPs nas amostras, foi realizado

a troca da coluna analítica, com fase de baixa polaridade (DB-5), para uma de maior

polaridade (DB-17).

125

Tabela 31. Resultados obtidos na determinação de Poluentes Organoclorados Persistentes usando extração por

Soxhlet.

Poluentes Organoclorados (µg/kg)

Amostras n a –HCH

ß –HCH Lindano 2,4 DDE 4,4 DDE 2,4 DDD 4,4 DDD 2,4 DDT 4,4 DDT

3 n.a n.a > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

FSL

3 n.a n.a > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ < LD > LQ

3 n.a n.a > LQ > LQ < LD > LQ > LQ > LQ > LQ

TPS

3 n.a n.a > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

3 > LQ > LQ > LQ < LD > LQ > LQ > LQ LD< x<LQ > LQ

Poluentes Organoclorados (µg/kg)

Amostras n Alaclor Heptacloro

Metolacloro Aldrin a-Endosulfan Dieldrin Endrin ß-Endosulfan

3 n.a > LQ > LQ > LQ > LQ < LD > LQ > LQ

FSL

3 n.a > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

TPS

3 n.a > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

3 < LD > LQ > LQ < LD LD< x< LQ LD< x<LQ < LD > LQ

n.a = não analisado

LD = limite de detecção

LQ = limite de quantificação

126

Tabela 32. Resultados obtidos na determinação de Poluentes Organoclorados Persistentes usando extração

assistida por ultra-som.

Poluentes Organoclorados (µg/kg)

Amostras n a –HCH

ß –HCH Lindano 2,4 DDE 4,4 DDE 2,4 DDD 4,4 DDD 2,4 DDT 4,4 DDT

1 n.a n.a LD< x<LQ

LD< x<LQ > LQ > LQ > LQ < LD > LQ

FSL

4 n.a n.a > LQ > LQ < LD > LQ > LQ < LD > LQ

9 > LQ > LQ > LQ LD< x< LQ

> LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

Poluentes Organoclorados (µg/kg)

Amostras n Alaclor Heptacloro

Metolacloro

Aldrin a-Endosulfan Dieldrin Endrin ß-Endosulfan

1 n.a > LD < LD > LQ > LQ < LD > LQ > LQ

FSL

4 n.a > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

9 > LQ > LQ > LQ LD< x< LQ

LD< x< LQ > LQ < LD > LQ

n.a = não analisado

LD = limite de detecção

LQ = limite de quantificação

127

Tabela 33. Resultados obtidos na determinação de Poluentes Organoclorados Persistentes usando extração

assistida por radiação microondas.

Poluentes Organoclorados (µg/kg)

Amostras n a –HCH

ß –HCH Lindano 2,4 DDE 4,4 DDE 2,4 DDD 4,4 DDD 2,4 DDT 4,4 DDT

1 > LQ < LD > LQ < LD > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

FSL

1 > LQ > LQ > LQ < LD < LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

3 > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ > LQ

TPS

1 > LQ > LQ > LQ LD< x< LQ

> LQ > LQ LD< x< LQ LD< x< LQ

> LQ

8 > LQ > LQ > LQ < LD > LQ > LQ LD< x< LQ > LQ > LQ

Poluentes Organoclorados (µg/kg)

Amostras n Alaclor Heptacloro

Metolacloro Aldrin a-Endosulfan Dieldrin Endrin ß-Endosulfan

1 < LD > LQ > LQ < LD > LQ LD< x< LQ > LQ LD< x< LQ

FSL

1 < LD > LQ > LQ < LD < LD LD< x< LQ LD< x< LQ

LD< x< LQ

3 > LQ LD< x< LQ

> LQ > LQ LD< x< LQ > LQ > LQ > LQ

TPS

1 LD< x< LQ

LD< x< LQ

LD< x< LQ < LD LD< x< LQ LD< x< LQ < LD LD< x< LQ

8 LD< x< LQ

LD< x< LQ

> LQ > LQ > LQ > LQ LD< x< LQ

LD< x< LQ

LD = limite de detecção

LQ = limite de quantificação

128

6.5 CONFIRMAÇÃO DOS RESULTADOS OBTIDOS NA DETERMINAÇÃO

DOS POLUENTES ORGANOCLORADOS PERSISTENTES

A presença dos compostos pesquisados foi verificada procedendo a análise

cromatográfica dos padrões e amostras na coluna com fase estacionária de

polaridade diferente (DB-17), como procedimento analítico alternativo a

Espectrometria de Massa proposto pela US-EPA.

As condições cromatográficas otimizadas para a separação dos POPs em

estudo e os tempos de retenção obtidos para os analitos nestas condições estão

apresentados nas Tabelas 34 e 35, respectivamente.

A Figura 22 mostra um cromatograma para a mistura de padrões OCs em

coluna DB-17. Pode-se verificar a co-eluição de alguns analitos que apresentam

tempos de retenção muito próximos.

Dos dezessete agrotóxicos estudados apenas cinco não puderam ser

confirmados já que não apresentaram boa separação nestas condições. Estes

analitos são o 4,4’-DDE e o Dieldrin, que co-eluem no tempo de retenção de 11,4

minutos e o 2,4’ DDT, o ß-Endosulfan e o 4,4’-DDD que co-eluem no tempo de 13,67

minutos. Então, nas condições cromatográficas empregadas foi possível identificar

com confiabilidade 12 agrotóxicos, que podem ser observados no cromatograma da

Figura 22.

129

Tabela 34. Condições Cromatográficas utilizadas para determinação dos POPs

organoclorados na coluna DB-17.

Analito Organoclorados

Coluna DB-17 (J&W), 30 m x 0,32 mm x 0,25 µm

Gás de arraste Hidrogênio

Vazão na coluna 7 mL/min

Pressão na coluna 85 kPa

Gás make up Nitrogênio

Vazão total 141 mL/min

Temperatura do injetor 250 ºC

Detector ECD

Temperatura do detector 280 ºC

Temperatura inicial 75 ºC

Programa de temperatura

do forno

75-150ºC (30 ºC/min); 150-

210 ºC (10

ºC/min); 210-216 (0,7 ºC/min); 216- 28

0°C

(64°C/min).

Tempo de corrida

20 minutos

Temperatura final 280 ºC (2,5 min.)

Volume de injeção 1 µL (automático)

Modo de injeção Splitless (razão 1:20)

130

Tabela 35. Tempos de retenção obtidos na separação dos POPs

organoclorados estudados utilizando as condições apresentadas na Tabela 34.

Compostos Tempo de retenção (T

)

a- HCH 6,23

Lindano 7,00

ß -HCH 7,19

Heptacloro 7,62

Alaclor 8,13

Aldrin 8,27

Metolacloro 8,75

a-Endosulfan 10,45

2,4 DDE 10,60

4,4 DDE 11,39

Dieldrin 11,44

2,4 DDD 12,35

Endrin 12,80

2,4 DDT 13,64

ß-Endosulfan 13,67

4,4 DDD 13,74

4,4 DDT 15,23

131

Figura 20. Cromatograma da análise de OCs em coluna DB-17

Figura 22. Cromatograma de mistura de padrões OCs nas condições

cromatográficas da Tabela 34.

Foram confirmados pela coluna DB-17, a presença dos analitos: a-HCH, ß-

HCH, lindano, alacloro, heptacloro, aldrin, alfa e beta endosulfan, 2,4’ -DDE, 4,4’-

DDE, dieldrin, 2,4’ –DDD e endrin nas amostras das subparcelas do PARNASO

(Figura 23). Tanto na amostra T4 (Figura 23) quanto na TPS (Figura 25) foram

observados os mesmos analitos: a-HCH, lindano, alacloro, aldrin, alfa e beta

endosulfan, 2,4’-DDE, 2,4’ -DDD e 4,4’ -DDT.

No cromatograma da Figura 26 observa-se a presença dos analitos: a-HCH,

ß- HCH, lindano, alacloro, heptacloro, metolacloro, aldrin, 2,4’ –DDE, a-endosulfan e

2,4’ –DDD nas amostras da FSL.

As concentrações obtidas dos analitos para as amostras de solo da FSL, T4,

TPS e PN pela coluna DB-5 estão apresentadas nas Tabelas 36, 37 e 38.

Co-eluição

4,4’-DDD / ß-Endosulfan/ 2,4’-DDT

4,4’-DDE / Dieldrin

132

Figura 23. Cromatograma da amostra das Subparcelas do PARNASO (PN) na

coluna DB-17 por extração por Soxhlet.

Figura 24. Cromatograma da amostra do T4 na coluna DB-17 por extração por

Soxhlet.

133

Figura 25. Cromatograma da amostra da TPS na coluna DB-17 por extração

por Soxhlet.

Figura 26. Cromatograma da amostra da FSL na coluna DB-17 por extração

por Soxhlet.

134

Tabela 36. Concentrações (µg/kg) obtidas dos OCs nas amostras de solo da

FSL nas condições cromatográficas da Tabela 6, utilizando procedimento de

clarificação por Florisil da US-EPA .

Soxhlet

(n=3)

Ultrasom

(n=4)

Microondas

(n=1)

a-HCH

n.a

n.a 23,0

b-HCH

n.a

n.a 4,5

Lindano 1,1 1,00 3,1

Alacloro n.q n.q -

Heptacloro 0,06 1,4 2,1

Metolacloro 12 5,6 6,9

Aldrin 4,0 6,95 < 0,01

2,4 DDE 1,3 0,93 < 0,01

a-Endosulfan 1,1 0,22 < 0,01

Dieldrin 0,28 0,09 < 0,01

2,4 DDD 0,63 0,75 1,3

Tabela 37. Concentrações (µg/kg) obtidas dos OCs nas amostras de solo do

T4 e TPS nas condições cromatográficas da Tabela 6, utilizando procedimento

de clarificação por SPE com discos C

seguido de Florisil segundo DAAC.

Soxhlet

(n=3)

Microondas

(n=3)

T4 TPS T4 TPS

a-HCH

n.a

n.a 276 15

Lindano 5,6 16 302 22

Alacloro n.a n.a 775 23

Aldrin 1,2 0,92 81 < 0,28

2,4 DDE 1,6 2,6 43 < 0,18

a-Endosulfan 1,1 1,0 0,07 0,13

Dieldrin 0,72 0,96 58 < 0,10

b-Endosulfan 2,4 0,50 7,4 < 0,10

2,4 DDD 0,43 0,96 140 2,5

4,4 DDT 3,8 4,7 51 0,56

n.a = não analisado; n= número de replicatas

n.a = não analisado; n = número de replicatas

135

Tabela 38. Concentrações (µg/kg) obtidas dos OCs nas amostras de solo do

PN nas condições cromatográficas da Tabela 6, utilizando procedimento de

clarificação por Florisil do DAAC.

Soxhlet

(n=3)

Ultrasom

(n=9)

Microondas

(n=8)

a-HCH 7,2 6,4 31

b-HCH 1,1 0,59 1,8

Lindano 1,6 1,5 1,9

Alacloro 1,5 0,94 0,84

Heptacloro 0,40 0,12 0,31

Aldrin < 0,02 0,05 32

2,4 DDE < 0,01 0,04 < 0,14

a-Endosulfan < 0,03 0,03 0,08

Dieldrin < 0,01 0,04 0,63

4,4 DDE 0,26 0,56 1,7

2,4 DDD 1,1 0,50 < 0,03

endrin < 0,01 < 0,001 0,05

b-Endosulfan 0,04 0,19 < 0,01

n = número de replicatas

Observa-se que a maioria dos analitos OCs foram encontrados em

concentrações que podem ser comparadas a outros estudos de agrotóxicos

organoclorados em solos (Torres et al., 2002b; Österreicher-Cunha et al., 2003;

Gong et al., 2004; Rissato et al.,2004; Tao et al., 2005). Gong et al. (2004)

realizaram um estudo da presença de DDT em solos superficiais em Tianjin, na

China, encontrando valores médios de 56 ng g

-1

para o S DDTs (18, 8 ng g

-1

de p,p’-

DDE; 3,4 ng g

-1

de p,p’-DDD; 27,5 ng g

-1

de p,p’-DDT; 4,3 ng g

-1

de o,p’-DDE; 1,3 ng

-1

de o,p’-DDD e 0,9 ng g

-1

de o,p’-DDT), enquanto que Tao et al. (2005) obtiveram

valores na faixa entre 80 – 235 ng g

-1

de S DDTs e entre 3,6 – 102 ng g

-1

de S

HCHs na mesma região. Österreicher-Cunha et al. (2003) avaliaram a concentração

de HCH em solo contaminado na área do Rio Iguaçu, RJ, obtendo uma

concentração na faixa entre 4 - 16 mg/g. Torres et al. (2002b) obtiveram

concentrações na faixa entre 281 – 1224 ng g

-1

para o S DDTs em solos de diversas

áreas da região Amazônica , que são valores consideravelmente maiores que os

136

obtidos neste trabalho. Na região de Bauru (SP), Rissato et al. (2004) obtiveram

dieldrin (0,70 – 0,98 ppb), endosulfan (0,71 - 1,12 ppb), aldrin (0,88 -1,38 ppb),

heptacloro (0,35 – 0,57 ppb), DDT (0,34 – 0,45 ppb) e BHC (0,63 – 0,74 ppb) em

solos, sendo estes resultados mais próximos dos obtidos neste trabalho.

Com base nos dados acima, pode-se concluir que a área estudada não se

encontra impactada pela presença dos poluentes organoclorados persistentes.

Neste estudo, foram observados valores de concentração mais elevados nas

extrações assistidas por radiação microondas, evidenciando que este método é mais

energético do que os demais, podendo extrair maiores quantidades de co-extrativos

juntamente com os analitos de interesse.

137

7. CONCLUSÕES

Baseado nos resultados apresentados e discutidos neste trabalho pode-se

fazer as seguintes considerações:

• A extração de poluentes organoclorados em solos por técnicas convencionais

apresenta diversas desvantagens, como enormes custos com a preparação de

amostras (consumo de grandes volumes de solventes) e longos tempos de

extração. A extração assistida por radiação microondas é uma alternativa viável

às técnicas convencionais. A princípio, a MAE apresenta melhorias no pré-

tratamento de amostras, pois requer quantidades menores de solvente, menores

quantidades do material a ser extraído, reduz o tempo de extração, apresenta

dispositivos de segurança e aumenta o rendimento através da extração de várias

amostras simultaneamente ( até 14 amostras). Entretanto, no caso em estudo foi

constatada a presença de grandes quantidades de co-extrativos, quando

comparado ao procedimento usando extrator Soxhlet. Por outro lado, a utilização

da extração assistida por ultrasom forneceu menores valores de concentração,

por ser uma técnica menos energética, extraindo menores quantidades de

analitos da matriz.

• Apesar de terem sido utilizados diversos métodos de clarificação com C

e com

Florisil, não foi possível verificar procedimento mais satisfatório, tendo em vista

que os testes foram realizados com amostras distintas, com diferentes teores de

matéria orgânica.

• O método cromatográfico mostrou-se sensível e seletivo ao detector ECD para a

análise multiresíduos de agrotóxicos organoclorados.

• As curvas de calibração para a determinação dos agrotóxicos organoclorados

apresentaram coeficientes de correlação linear maiores que 0,997. Desta forma,

o modelo de regressão linear é adequado para a quantificação dos analitos na

faixa de trabalho estudada.

• A precisão analítica, de um modo geral, foi adequada (DPR < 15 %), uma vez

que são aceitáveis valores de até 20 % para análises de resíduos.

138

• Foi observado que os LDM e LQM variam de acordo com o método de extração

e tipo de matriz do solo. De modo geral, melhores sensibilidades (limites mais

baixos) foram obtidas na seguinte ordem: ultra-som> soxhlet> microondas. Com

relação as diferentes matrizes do solo, verifica-se um aumento da sensibilidade

FSL> FJ> PARNASO, para a maioria dos compostos.

• A recuperação dos OCs em matrizes fortificadas nos métodos de extração por

soxhlet, ultrasom e microondas apresentaram valores compreendidos entre 70 e

130 %, considerados aceitáveis para a análise de resíduos. Observou-se para

alguns analitos valores acima de 130 %, o que pode ser devido a contribuição da

matriz. No entanto, na extração assistida por radiação microondas, o dieldrin

mostrou recuperação de apenas 27 %, sugerindo a sua degradação, devido às

condições mais severas de temperatura e pressão. O padrão “surrogate”,

adicionado nas amostras do PARNASO antes do processo de extração,

apresentou uma recuperação maior que 70 % com DPR menor que 10 % em

todos os métodos de extração. Assim, a metodologia proposta pode ser

considerada adequada para as matrizes de solo estudadas.

• Foram constatados altos teores de matéria orgânica nos solos do PARNASO, o

que justifica os altos valores de recuperação (> 130%) obtidos para as amostras

fortificadas, pois as grandes quantidades de co-extrativos presentes nestas

podem vir a interferir ou co-eluir com os analitos de interesse.

• No estudo de recuperação em solo de referência certificado ERM

- CC007, os

resultados obtidos foram satisfatórios, concordando com os valores esperados.

Conseqüentemente, pode-se concluir que as metodologias empregadas foram

eficientes para a determinação dos analitos de interesse. Verificaram-se valores

de recuperação maiores que 130 % utilizando-se a MAE, já que este método é

mais energético que os demais. Foram observados valores crescentes de

recuperações dos POPs na seguinte ordem: ultrasom < soxhlet < microondas.

• A validação da metodologia desenvolvida neste estudo para determinação de

poluentes organoclorados persistentes em amostras de solo mostrou que esta

pode ser utilizada em estudos ambientais.

• A maioria dos agrotóxicos organoclorados foi detectada, em concentrações

acima dos seus LQs, nas amostras de solo coletadas nas localidades da Micro-

139

Bacia do Córrego Sujo, nas subparcelas do Rio Paquequer e transsectos no

PARNASO. A troca de fase estacionária confirmou a presença destes nas

amostras analisadas.

• Os resultados de concentração dos OCs nas diversas amostras de solo, quando

comparados a outros trabalhos da literatura, demonstram que as áreas

estudadas não podem ser consideradas como impactadas.

8. SUGESTÕES E RECOMENDAÇÕES

As recomendações sugeridas para continuidade deste trabalho de pesquisa,

são:

a) A avaliação da presença de POPs em toda área do PARNASO, uma vez

que neste trabalho foi estudada apenas a Bacia do Rio Paquequer nos

limites da área do PARNASO.

b) Confirmação do indicativo da presença de POPs em todas as amostras por

GC/MS com monitoramento seletivo de íons.

c) Estudar mais detalhadamente as etapas de clarificação para otimização de

um método mais efetivo na eliminação dos interferentes da matriz.

d) Estudar a contribuição da matriz e sua relação com o teor de matéria

orgânica em solos tropicais nas técnicas de extração e clarificação.

e) Implantar e validar uma metodologia para análise multiresíduos de outros

analitos, como PCBs, HPAs, agrotóxicos organofosforados e

organoclorados, em solos tropicais (com altos teores de matéria orgânica)

por extração assistida por radiação microondas.

140

9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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