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ANDRÉA KAMMERS PLETI
CARACTERIZAÇÃO QUÍMICA E VIDA DE PRATELEIRA DO OVO DE AVESTRUZ
CURITIBA
2008
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ANDRÉA KAMMERS PLETI
CARACTERIZAÇÃO QUÍMICA E VIDA DE PRATELEIRA DO OVO DE AVESTRUZ
Dissertação apresentada como
requisito parcial à obtenção do grau
de mestre no programa de Pós-
Graduação em Tecnologia de
Alimentos do Setor de Tecnologia da
Universidade Federal do Paraná.
Orientadora:
Prof. Dr. Lys Mary Bileski Cândido
CURITIBA
2008
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FICHA CATALOGRÁFICA
ANDRÉA KAMMERS PLETI
CARACTERIZAÇÃO QUíMICA E VIDA DE PRATELEIRA DE OVO DE
AVESTRUZ
Dissertação aprovada como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre
no Programa de Pós-Graduação em Tecnologia de Alimentos, da Universidade
Federal do Paraná, pela Comissão formada pelos professores:
Orientadora:
Curitiba, 29 de agosto de 2008
Dedico
Ao Marcelo
pelo apoio, incentivo e compreensão
nos momentos de minha ausência.
À minha família
pela educação e incentivo.
iv
AGRADECIMENTOS
À Universidade Federal do Paraná e ao programa de Pós-Graduação em
Tecnologia de Alimentos, pela oportunidade de realização do curso.
À Deus por iluminar meu caminho e permitir que eu alcance meus objetivos.
À Professora Dra. Lys Mary Bileski Cândido pela dedicação e orientação.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior- CAPES, pelo
fornecimento de bolsa de mestrado.
Ao meu marido.
Aos amigos Jair Lima, Lindamir Tomczak Túlio, pelo auxilio no laboratório.
Aos amigos Maria Isabel, Marcelo, Anne e por tornar mais alegre o tempo que
passamos na Universidade, e pelo apoio.
À Professora Dra. Sila Mary Rodrigues Ferreira, pela permissão do uso do
laboratório de Pós Graduação do Departamento de Nutrição.
Aos colegas e amigos do programa de Pós Graduação em Tecnologia de
alimentos, pela troca de experiência e convivência.
Ao Rancho Maranatta pelo fornecimento das amostras.
A todos aqueles que colaboraram de alguma forma para a realização do trabalho.
v
RESUMO
Com o objetivo de avaliar a qualidade interna do ovo de avestruz, as propriedades
funcionais tecnológicas e determinar a vida de prateleira do ovo de avestruz
armazenado sob refrigeração e temperatura ambiente foram utilizados 50 ovos de
avestruz num período de 28 dias. Destes, metade foi armazenada em temperatura
refrigerada 1 à 5ºC e a outra metade foi armazenada em temperatura ambiente
com variação de 25 ± 3ºC. As análises foram realizadas periodicamente aos 3, 7,
14, 21 e 28 dias de armazenamento. Para: composição centesimal empregou-se
os métodos propostos pela AOAC (2000). Foram determinados espessura e peso
da casca, perda de peso, Unidade Haugh, pH do albúmen e da gema, viscosidade
do albúmen e da gema, capacidade espumante e estabilidade espumante do
albúmen, Salmonella,e Coliformes totais. Os dados foram avaliados pelo fatorial
2x 5. Houve pequena variação na composição centesimal. Ocorreu ao longo do
armazenamento: perda de umidade em relação ao tempo e temperatura e,
portanto perda de peso sendo mais evidente na temperatura ambiente. Observou-
se aumento do pH da clara e da gema, queda da unidade Haugh e diminuição da
viscosidade da clara e da gema com maior evidencia na temperatura ambiente. A
estabilidade de espuma diminuiu, o liquido drenado aumentou e a capacidade
espumante foi maior ao longo do tempo de armazenamento. Para todos os
microorganismos analisados os resultados foram negativos. De acordo com os
resultados pode-se concluir: a qualidade interna se altera ao decorrer do tempo e
o armazenamento em temperatura de refrigeração mantém, por mais tempo, a
qualidade interna dos ovos de avestruzes. A vida de prateleira dos ovos de
avestruzes em temperatura ambiente é em média 21 dias de armazenamento já
na temperatura de refrigeração a vida de prateleira do ovo é maior.
Palavras chaves: Ovo de avestruz. qualidade interna. viscosidade. unidade Haugh.
vida de prateleira. armazenamento.
vi
ABSTRACT
With the porpouse of evaluating the internal quality off shell eggs determine the
shelf life- and the technological functional properties off ostrich eggs were stored
under refrigeration (from 1 up to 5ºC) and room temperature with variation of 25±3
ºC for a period of 28 days. Sample 25 ostrich eggs of each treatment were
periodically analyzed for chemical composition. thickness and eggshell weight,
weight loss, Haugh Unit, pH of the albumen and yolk, albumen viscosity, capability
of formation and stability the egg white foam, besides the determination of
Salmonella and total coliformes. The analyses were carried out
periodically on the
days: 3, 7, 14, 21 and 28 of storage. The design of experiments and the static
analyses used was factorial 2 x 5. Occurred along the storage: there was a little
variation on the chemical composition, loss of humidity, and therefore loss of
weight being more evident at room temperature. It was observed the pH increase
of the yolk and egg white, slump at Haugh Unit and viscosity decrease of the yolk
and egg white were more evident at room temperature. The foam stability
decreased, the drained liquid increased and the foam capability got larger along
the storage. For all the micro-organisms analysed the results were negative.
According to the results it can be concluded: The inside quality changes along with
the time and the storage at a refrigeration temperature keeps it, for longer time, the
inside quality of the ostrich eggs The shelf life of ostrich eggs at room temperature
is about 21 days
Key words: Ostrich egg, inside quality, viscosity, Haugh Unit, shelf life, storage
vii
SUMÁRIO
1INTRODUÇÃO.................................................................................1
1.1 JUSTIFICATIVA......................................................................................1
1.2 OBJETIVOS............................................................................................2
1.2.1 Objetivo geral.......................................................................................2
1.2.2 Objetivos específicos...........................................................................2
2 REVISÃO DA LITERATURA....................................................................3
2.1 AVESTRUZ.............................................................................................3
2.2 OVO........................................................................................................4
2.2.1 Ovo de avestruz …………………………………....................……........5
2.2.2 Estrutura e composição do ovo...........................................................6
2.2.3 Clara do ovo........................................................................................10
2.2.3.1 Ovalbumina.......................................................................................11
2.2.3.2 Ovotransferrina ou conalbumina.......................................................11
2.2.3.3 Ovomucóide......................................................................................12
2.2.3.4 Ovoinibidor........................................................................................13
2.2.3.5 Ovomucina........................................................................................13
2.2.3.6 Lisozima............................................................................................14
2.2.3.7 Ovoglobulinas G
2
e G
3.........................................................................................................
14
2.2.3.8 Ovoflavoproteína..............................................................................14
2.2.3.9 Avidina..............................................................................................15
2.2.3.10 Ovomacroglobulina.........................................................................15
2.2.4 Composição da gema..........................................................................15
2.2.4.1 Proteínas da gema...........................................................................18
2.2.4.2 Proteínas da fração de baixa densidade (LDF)................................18
2.2.4.3 Proteínas da fração de densidade elevada (HDF)...........................18
2.2.4.3.1 Lipovitelina....................................................................................18
2.2.4.3.2 Fosvitina........................................................................................19
2.2.4.4 Proteínas da fração hidrossolúvel (HSF)..........................................19
2.3 QUALIDADE INTERNA DO OVO...........................................................20
2.4 MICROBIOLOGIA DO OVO...................................................................22
2.5 ARMAZENAMENTO DO OVO...............................................................24
2.5.1 Alterações durante o armazenamento................................................25
2.6 FORMAÇÃO DE ESPUMA....................................................................27
3 MATERIAL E MÉTODOS.........................................................................30
3.1 DETERMINAÇÃO DA COMPOSIÇÃO CENTESIMAL..........................30
3.1.1 Determinação de proteína..................................................................30
3.1.2 Determinação de cinzas.....................................................................30
3.1.3 Determinação de umidade.................................................................31
3.1.4 Determinação de lipídios totais..........................................................31
3.2 AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DO OVO...............................................31
3.2.1 Espessura da casca (mm).................................................................31
3.2.2 Peso da casca...................................................................................31
3.2.3 Perda de peso...................................................................................32
3.2.4 Qualidade interna do ovo: Unidade Haugh.......................................32
viii
3.2.5 pH do albúmen e da gema.................................................................33
3.2.6 Viscosidade........................................................................................33
3.3 Formação e estabilidade de espumas..................................................33
3.3.1 Capacidade espumante.....................................................................33
3.3.2 Estabilidade da espuma.....................................................................34
3.4 AVALIAÇÃO DA QUALIDADE MICROBIOLÓGICA.............................34
3.4.1 Pesquisa de Salmonella....................................................................34
3.4.2 Número mais prováveis de coliformes totais e coliformes
termotolerantes em alimentos............................................................35
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO...............................................................36
4.1 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL..............................................................36
4.1.1 Composição centesimal da clara.......................................................36
.1.2 Composição centesimal da gema........................................................38
4.2 AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DO OVO...............................................41
4.2.1 Peso dos ovos....................................................................................41
4.2.2 Perda de peso....................................................................................41
4.2.3 Espessura da casca (mm)..................................................................44
4.2.4 Qualidade interna do ovo: Unidade Haugh........................................45
4.2.5 pH do albúmen e da gema.................................................................48
4.2.6 Viscosidade........................................................................................50
4.3 Formação e estabilidade de espumas..................................................52
4.3.1 Capacidade espumante.....................................................................52
4.3.2 Estabilidade da espuma (liquido drenado)........................................53
4.4 MICROBIOLOGIA DO OVO.................................................................56
5 CONCLUSÕES.......................................................................................57
6 REFERÊNCIAS.......................................................................................58
ix
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - COMPOSIÇÃO NUTRICIONAL DO OVO DE GALINHA........... 9
TABELA 2 - COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DE OVOS PRODUZIDOS POR
DIFERENTES ESPÉCIES DE AVES......................................... 9
TABELA 3 - CARACTERÍSTICA FÍSICAS E QUÍMICAS DAS PRINCIPAIS
PROTEÍNAS DA CLARA DE OVO.............................................. 10
TABELA 4 - COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA CLARA APÓS O
ARMAZENAMENTO EM TEMPERATURA AMBIENTE E
REFRIGERADO.......................................................................... 37
TABELA 5 - COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA GEMA APÓS O
ARMAZENAMENTO EM TEMPERATURA AMBIENTE E
REFRIGERADO.......................................................................... 39
TABELA 6 - COMPOSIÇÃO QUÍMICA DA CLARA E DA GEMA DE
OVOS GALINHA EM SEPARADOS............................................ 41
TABELA 7 - PERDA DE PESO, ESPESSURA DA CASCA, ESPESSURA
DA MEMBRANA E UNIDADE HAUGH DE OVOS
ARMAZENADOS EM TEMPERATURA AMBIENTE................... 42
TABELA 8 - PERDA DE PESO, ESPESSURA DA CASCA, ESPESSURA
DA MEMBRANA E UNIDADE HAUGH DE OVOS
ARMAZENADOS SOB REFRIGERAÇÃO................................... 42
TABELA 9 - PERDA DE PESO, ESPESSURA DA CASCA, ESPESSURA
DA MEMBRANA E UNIDADE HAUGH SEM
REFRIGERAÇÃO........................................................................ 45
TABELA 10 - ANÁLISE BACTERIOLÓGICA PARA MICRORGANISMOS
PATOGÊNICOS.......................................................................... 56
x
LISTA DE GRÁFICOS
GRÁFICO 1 - COMPOSIÇÃO DA CLARA EM TEMPERATURA
AMBIENTE................................................................................ 38
GRÁFICO 2 - COMPOSIÇÃO DA CLARA EM AMBIENTE
REFRIGERADO........................................................................ 38
GRÁFICO 3 - COMPOSIÇÃO DA GEMA EM TEMPERATURA
AMBIENTE ............................................................................... 40
GRÁFICO 4 - COMPOSIÇÃO DA GEMA EM AMBIENTE
REFRIGERADO....................................................................... 40
GRÁFICO 5 - CORRELAÇÃO LINEAR DA PERDA DE PESO (%)
EM RELAÇÃO AO TEMPO DO DE ARMAZENAMENTO
EM TEMPERATURA AMBIENTE E REFRIGERADA............... 43
GRÁFICO 6 - CORRELAÇÃO LINEAR DA PERDA DE PESO (g) EM
RELAÇÃO AO TEMPO DO DE ARMAZENAMENTO
EM TEMPERATURA AMBIENTE E REFRIGERADA............... 43
GRÁFICO 7- UNIDADE HAUGH EM RELAÇÃO AO TEMPO DE
ARMAZENAMENTO EM TEMPERATURA AMBIENTE E
REFRIGERADO........................................................................ 47
GRÁFICO 8 - UNIDADE HAUGH E PERDA DE PESO EM
TEMPERATURA AMBIENTE.................................................. 47
GRÁFICO 9 - UNIDADE HAUGH E PERDA DE PESO EM
TEMPERATURA REFRIGERADA............................................ 48
GRÁFICO 10 - VARIAÇÃO DE pH COM O TEMPO DE
ARMAZENAMENTO EM TEMPERATURA AMBIENTE
E REFRIGERADA ................................................................. 49
GRÁFICO 11 - VISCOSIDADE DA CLARA EM RELAÇÃO AO pH DA
CLARA EM TEMPERATURA AMBIENTE E
REFRIGERADA..................................................................... 51
GRÁFICO 12 -
VISCOSIDADE DA GEMA EM RELAÇÃO AO TEMPO DE
ARMAZENAMENTO EM TEMPERATURA AMBIENTE.E
REFRIGERADA..................................................................... 51
GRÁFICO 13 - CAPACIDADE ESPUMANTE EM RELAÇÃO AO TEMPO
DE ARMAZENAMENTO NAS TEMPERATURAS
xi
AMBIENTE E REFRIGERADO.............................................. 53
GRÁFICO 14 - LÍQUIDO DRENADO EM FUNÇÃO AO TEMPO DE
ARMAZENAMENTO NAS TEMPERATURAS
AMBIENTE E REFRIGERADO NO TEMPO DE
30MINUTOS DE REPOUSO.................................................54
GRÁFICO 15 - LÍQUIDO DRENADO EM FUNÇÃO AO TEMPO DE
ARMAZENAMENTO NAS TEMPERATURAS
AMBIENTE E REFRIGERADO NO TEMPO
DE 60 MINUTOS DE REPOUSO............................................. 54
FIGURA 1 - DIAGRAMA DO OVO................................................................. 8
xii
INTRODUÇÃO
Pela designação "ovo" entende-se o ovo de galinha em casca, sendo os
demais acompanhados da indicação da espécie de que procedem (BRASIL, 1990).
O ovo é um alimento de grande valor nutritivo, e recomendado como alimento para
uma dieta variada e equilibrada. O ovo é utilizado, com muita freqüência, pela
população brasileira, pois, além de apresentar preços acessíveis, faz parte também,
do seu hábito alimentar.
Devido às suas características funcionais tecnológicas é amplamente
utilizado pelas indústrias nos mais diversos produtos e preparações.
O ovo é um alimento de elevado teor de proteínas de excelente qualidade.
Tão importante é o valor das proteínas do ovo, que a Organização Mundial de
Saúde o propôs como padrão de referência para determinar a qualidade protéica de
outros alimentos. Além disso, possui baixo custo sendo, portanto uma das principais
fontes de proteínas de alto valor biológico da população de baixa renda.
O ovo de avestruz corresponde, em média, a 25 ovos de galinha, e os ovos
inférteis servem para o consumo humano e para indústria de alimentos. No entanto
não existe ainda legislação sobre o ovo de avestruz e também não foram
encontrados muitos estudos sobre este tema. Sendo assim são necessárias
pesquisas para avaliar a vida de prateleira do ovo de avestruz, para garantir o
consumo com segurança e a as características funcionais tecnológicas para o
melhor aproveitamento do ovo de avestruz pela indústria e para o consumo
doméstico em preparações culinárias.
1.1 JUSTIFICATIVA
O ovo de avestruz sendo um produto recente no mercado, e em expansão,
necessita de pesquisas para avaliação da vida de prateleira, caracterização das
propriedades funcionais tecnológicas e utilização nos produtos alimentícios.
Conforme pesquisado, ainda não existem na legislação parâmetros sobre estes
aspectos e nem trabalhos científicos publicados. Portanto são necessários estudos
para formulação destes parâmetros.
2
1.2 OBJETIVOS
1.2.1 Objetivo Geral
Caracterizar as propriedades funcionais tecnológicas e determinar a vida de
prateleira do ovo de avestruz armazenado em temperatura ambiente e sob
refrigeração.
1.2.2 Objetivos Específicos
Ao longo do armazenamento, em temperatura ambiente e refrigerada avaliar:
a) Composição centesimal da clara e da gema, espessura da casca e seu
peso.
b) Perda de peso.
c) Unidade Haugh
d) Alteração do pH da clara e da gema
e) Propriedade funcionais tecnológicas: viscosidade da clara e da gema e
capacidade de formação e estabilidade da espuma da clara de ovo de
avestruz.
f) Qualidade microbiana
Correlacionar as variáveis estudadas com a temperatura de armazenamento.
3
2 REVISÃO DA LITERATURA
2.1 AVESTRUZ
Os avestruzes pertencem à classe das aves e ao grupo e a família ratitas
(Ratitae). São aves que não têm capacidade de voar e que apresentam
características anatômicas e fisiológicas comuns, principalmente, com relação ao
esterno plano e às asas atrofiadas. Também são denominadas aves corredoras
(CARRER et al., 2004).
Originário da Ásia, o avestruz traz diversas migrações assentando-se no
continente africano. Pinturas rupestres constatam sua presença no Saara há 9000
anos. A exploração do avestruz não é um negócio novo, pois suas origens podem
ser encontradas no final do século passado no Sul da África. O avestruz é
indubitavelmente a maior ave do mundo. Os machos adultos medem 2,4 metros de
altura e podem pesar mais de 100 kg. Com suas longas pernas podem alcançar a
velocidade de 70 km/h quando necessário, com passos de 8 m de largura
(SHANAWANY, 2004).
Vivem cerca de 60 a 70 anos, podendo chegar a 80 anos. São típicos
habitantes das grandes planícies africanas. Podem ser encontrados numa
variedade de diferentes habitats abertos, de savana a desertos. São capazes de
viver em áreas pobres de vegetação e adaptar-se a temperaturas extremas, à falta
de água e de alimentos. Possuem grande adaptação a estas condições, através de
mecanismos de economia de água no organismo (CARRER et al., 2004).
A alimentação dos avestruzes é bastante variada, poucos ingredientes não
são aceitos nas dietas de avestruzes. Normalmente é utilizada uma mistura de
alimentos como: forragens (gramíneas e leguminosas) vários tipos de capins,
trevos, alfafas e cereais, na forma fresca ou conservada, além da utilização de
restos de culturas ou hortaliças, frutas, raízes e tubérculos, sementes e cereais;
farelos ou moídos como fubá de milho, farelo de trigo, farelo de soja; subprodutos
agroindustriais como melaço, bagaço, leveduras; alimentos de origem animal como
farinha de peixe, farinha de ostras; vitaminas e minerais. Muitos estrutiocultores
optam pelo uso da ração junto com as forragens (CARRER et al., 2004).
4
Hoje o cultivo de avestruzes é considerado o mais lucrativo entre os
projetos de agricultura. São referidos com freqüência como: “o cultivo do futuro”
devido à grande variedade de comercialização de produtos e obtendo assim altos
rendimentos. Avestruzes são explorados comercialmente por sua carne, couro e
plumas (SHANAWANY, 2004).
A intensiva produção de avestruzes (Struthio camelus) em grandes
rebanhos em várias partes do mundo está sendo um importante empreendimento
econômico, principalmente devido ao alto valor de seu couro. Na Europa a carne de
avestruz é conhecida popularmente por seu baixo conteúdo de colesterol quando
comparado a carnes de outros animais (AMSALLEM-HOLTZMAN; BEN-ZVI, 1997).
O avestruz possui rendimento de carcaça em torno de 45 a 50%, porém
respeitando técnicas de processamento e biossanitárias adequadas consegue-se
elevar este índice para 50 a 55%, melhorando 20% na rentabilidade de produtos
cárneos (CARRER et al., 2004).
A criação de avestruzes vem aumentando atualmente e com isso cresce a
oferta e procura por carnes, vísceras e ovos. Desta forma aumenta também o
consumo desses produtos pela população.
2.2 OVO
O ovo comercial é o produto de uma eficiente transformação biológica feita
pela galinha de postura. Esta ave transforma recursos alimentares de menor valor
biológico em um produto com alta qualidade nutricional para o consumo humano. A
transformação depende de fatores biológicos relacionados à fisiologia da ave e é
influenciada pelo aporte nutricional e práticas de manejo e ambiente adequados para
a sua criação (BERTECHINI, 2004).
Em termos estritamente técnicos, o produto que o consumidor encontra no
comércio é um óvulo e não um ovo. Não há presença de machos nas granjas de
produção e, portanto, os ovos não são fertilizados. Convencionou-se chamar o
produto que é comercializado de ovo por questão legal
. (SOUZA-SOARES;
SIEWERDT, 2005).
Para efeito de comercialização, os ovos são agrupados em três classes
(BRASIL, 1990):
5
• Ovos frescos: aqueles que, apresentando cor e sabor característicos,
não sofreram outras manipulações além de limpeza a seco.
Observados em um ovoscópio, parecem completamente claros, sem
qualquer tipo de sombra. A clara é firme, transparente e sem
turvações. A gema é de cor uniforme, podendo oscilar do amarelo
claro ao laranja avermelhado, sem aderência com a casca e
conservando-se fechada e inteira. Mantém este status se forem
comercializados em até 15 dias após a postura.
• Ovos refrigerados: os que se mantêm de 15 a 30 dias após a postura,
em câmaras frigoríficas ou locais onde a temperatura não passe dos
4°C.
• Ovos conservados: aqueles que permaneceram em câmara frigorífica
a 0°C durante um período entre um e seis meses.
Foram estabelecidas três categorias para a comercialização de ovos, como
pode ser visto a seguir. A categoria A corresponde exclusivamente a ovos frescos.
As categorias B e C correspondem a ovos frescos, refrigerados e conservados. Os
ovos da categoria C não são destinados ao consumo in natura, sendo utilizados
como matéria-prima nas indústrias alimentícias.
Pela designação "ovo" entende-se o ovo de galinha em casca, sendo os
demais acompanhados da indicação da espécie de que procedem (BRASIL, 1990).
O ovo é um corpo unicelular, formado no ovário ou oviduto. Compõe-se de
protoplasma, vesículas germinativas e envoltórios, e contém os nutrientes essenciais
para nutrir o gérmen da respectiva espécie (ORNELLAS, 1985). Os ovos têm peso
médio de 58g e são constituídos por 8 a 11% de casca, 56 a 61% de clara e 27 a
32% de gema; a membrana da casca possui peso desprezível (ORDÓÑEZ et al.,
2005).
2.2.1 OVO DE AVESTRUZ
O ovo de avestruz é o maior existente, equivalendo aproximadamente a 24
ovos de galinha doméstica e possui casca extremamente espessa, variando entre
1,5 e 3,0 mm. Em geral os ovos medem de 12 a 18 cm de altura e de 10 a 15 cm de
largura e seu peso varia de 1,0kg a 2,0 kg. Do peso total do ovo 59,5% se refere ao
6
albúmem, 21% à gema e 19,5% à casca. A coloração pode ir de branco ao bege
escuro. Os ovos inférteis de avestruz servem para o consumo humano e para a
indústria de alimentos desde que não tenham sido incubados (CARRER et al,
2004).
2.2.2 Estrutura e composição de ovos
O ovo é um dos alimentos mais completos que existe, sendo composto de
proteínas, glicídios, lipídios, vitaminas, minerais e ácidos graxos essenciais. Cada
um dos componentes exerce uma função específica, cabendo ressaltar que estes
componentes podem ser alterados, através da manipulação da composição da dieta
usada (SOUZA-; IEWERDT, 2005).
A casca é formada por uma matriz de fibras entrelaçadas de natureza
protéica (escleroproteína e colágeno) e cristais de carbonato de cálcio intersticiais. A
casca é rica em minerais. É perpassada por numerosos poros em forma de funil
(7.000 a 17.000 por ovo), que dão lugar a ductos que conectam as membranas da
casca e a cutícula. Esses poros são preenchidos por fibras de natureza protéica que
evitam a entrada de microorganismos, porém permitem a troca gasosa. A superfície
do ovo é coberta por uma camada protéica denominada cutícula; é composta por
mucoproteínas cujos polissacarídeos são constituídos basicamente de glicose,
manose, frutose e galactose. (ORDÓÑEZ et al., 2005).
O genótipo, a idade das aves, a alimentação, o manejo, os fatores sanitários
e ambientais influenciam na qualidade da casca. Esta é inversamente proporcional
ao aumento da idade da ave e isto ocorre devido ao aumento do tamanho do ovo. A
quantidade de cálcio depositado na casca permanece constante durante todo o ciclo
de postura, porém com o aumento no tamanho do ovo, menor quantidade de cálcio
é depositada por unidade de superfície, durante a formação da casca com
conseqüente redução na qualidade (OLIVEIRA, 1991; MAZZUCO; ROSA;
JAENISCH, 1998).
A alimentação exerce grande influência na qualidade da casca, sendo que,
os nutrientes que contribuem de maneira mais significativa para a sua formação são
o cálcio, o fósforo e a vitamina D. Uma grande parte dos problemas relacionados
com a qualidade da casca são causados basicamente pelo consumo inadequado de
7
cálcio. As dietas com deficiência em cálcio dão origem a ovos com cascas finas
(ROSE, 1997; MAZZUCO; ROSA; JAENISCH, 1998; MILES, 2000).
A membrana interna e a casca externa, formadas por queratina, agem como
camadas protetoras contra rompimentos e invasões microbianas. Sua espessura é
de apenas 0,01 a 0,02 mm (MADRID; CENZANO; VICENTE, 1996). A membrana da
casca é constituída de duas camadas: uma mais espessa (externa), chamada
“esponjosa”, próxima à casca; e outra mais fina (interna), também chamada
“mamilária”. Ambas são formadas por fibras protéicas intercruzadas. Na extremidade
mais larga do ovo, essas membranas estão separadas, dando lugar a um espaço
normalmente considerado como câmara de ar. Este espaço é preenchido por ar que
entra através da casca, depois que o ovo é posto. O ovo sofre resfriamento após a
postura, pois deixa o corpo da galinha, onde a temperatura era de aproximadamente
39ºC e passa à temperatura ambiente; o resfriamento provoca uma contração e o
vácuo resultante favorece a entrada de ar na câmara. A casca permite a troca de
gases (entrada de oxigênio e saída de gás carbônico), o que é necessário para o
desenvolvimento do embrião. No ovo fresco, deve-se encontrar ainda duas
estruturas esbranquiçadas e enroladas, que ficam ligadas à gema e incluídas na
clara. Essas estruturas, as chalazas, sustentam a gema no centro do ovo (BEIG;
GARCIA, 1987).
A clara do ovo é basicamente uma solução aquosa de proteínas de natureza
viscosa. Possui quatro camadas distintas: externa fluida, densa, interna fluida e as
chalazas (cordões de sustentação de gema) que constituem cerca de 23, 58, 17, 3%
da clara (ORDÓÑEZ et al., 2005).
Apresenta-se na Figura 1 um diagrama esquemático de um ovo. A gema
contém camadas de cor amarelo claro e escuro, alternadas, cercadas pela
membrana vitelina e inclui uma pequena gema branca que se estende do centro
para o germe, onde o desenvolvimento do embrião, no ovo fértil, tem início. Essa
gema branca nem sempre endurece completamente durante a cocção. (SOUZA-
SOARES; SIEWERDT, 2005).
A chalaza, que mantém a gema em sua posição, no interior do ovo, é uma
estrutura fibrosa, opaca, que se estende através da clara até as extremidades do
ovo, de forma contínua, com uma camada chalazífera recobrindo a gema. Uma
camada fluida da clara vem em seguida à gema, cercada após por uma clara
espessa e, finalmente, por uma nova camada externa de clara fluida. A clara
8
espessa, também chamada saco albuminoso, adere à casca em cada extremidade
do ovo, e cerca a camada albuminosa fina, mais interna (GRISWOLD, 1972).
FIGURA 1 -DIAGRAMA DO OVO
Fonte: http://curlygirl.naturlink.pt/ovoave.jpg)
A composição aproximada da clara e da gema do ovo de galinha é
apresentada na Tabela 1. Pode-se notar que a gema é composta por
aproximadamente 50% de água sendo também muito rica em gorduras e proteínas e
pobre em carboidratos. A gordura da gema é composta por colesterol (só 5% do total
gorduroso) e, sobretudo, por triacilgliceróis e fosfolipídios. A composição pode variar
bastante, dependendo do tipo de alimentação. Uma pequena parte dos carboidratos
é formada de glicose em estado livre. Quanto ao conteúdo de minerais, o fósforo, o
cálcio e o potássio são os mais importantes (SOUZA-SOARES; SIEWERDT, 2005).
A clara possui 87 a 89% de água, 9,7 a 10,6% de proteína, segundo componente
majoritário. O conteúdo lipídico é muito baixo (0,03%), os carboidratos 0,8%
aparecem tanto unidos às proteínas como em estado livre; o componente majoritário
é a glicose seguida da D-manose, e D-galactose, glicosamina, acido siálico e
galactosamina. (ORDÓÑEZ et al., 2005).
9
TABELA 1 - COMPOSIÇÃO NUTRICIONAL DO OVO DE GALINHA
Componentes
Gema Clara
Umidade (%) 51,0 – 52,0 87,0 – 88,0
Gorduras (%) 30,0 – 34,0 0,1 – 0,2
Proteínas (%) 16,0 – 17,0 10,6 – 10,9
Carboidratos (%) 1,0 – 1,5 0,8 – 1,5
Sais Minerais (%) 1,5 – 2,0 0,6 – 0,9
Valor calórico (cal/100g) 360 50
Fonte: MADRID; CENZANO; VICENTE, 1996
A tabela 2 apresenta os tamanhos e a composições centesimais de ovos de
diferentes espécies de aves. Nota-se que o maior ovo é o de avestruz, que em
termos calóricos, protéicos e lipídicos não difere tanto das demais espécies. É
importante ressaltar que o ovo não é uma fonte de fibra alimentar.
A composição de ácidos graxos, proteínas, minerais e vitaminas em ovos de
aves depende da diferença genética entre as espécies e da dieta administrada
(SURAI et al, 2000).
TABELA 2 - COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DE OVOS PRODUZIDOS POR DIFERENTES ESPÉCIES
DE AVES.
Componente
Peru
Galinha
Gansa
Pata
Codorna
Avestruz
Tamanho(g) 79 50 144 70 9 1300
Calorias
(cal/100g)
168 155 185 185 160 165
Umidade (%) 72,50 74,57 70,43 70,83 74,35 75,10
Proteínas (%) 13,68 12,14 13,85 12,81 13,05 11,20
Lipídios (%) 11,88 11,15 13,27 13,77 11,09 11,70
Carboidratos
(%)
1,15 1,20 1,35 1,45 0,41 1,2
Fibras (%) 0 0 0 0 0 0
Cinzas (%) 0,79 0,94 1,08 1,14 1,10 0,96
Adaptado de STADELMAN et al. (1988)
O ovo é um alimento muito utilizado pela população. É consumido na sua
forma original ou em preparações culinárias, principalmente nos produtos de
confeitaria. Devido às características funcionais tecnológicas é amplamente utilizado
pelas indústrias nos mais diversos produtos e preparações.
O ovo é um alimento de grande valor nutritivo. Contém proteínas, vitaminas
e minerais, ácidos graxos saturados e insaturados, junto a outras sustâncias não
menos importantes, o ovo é recomendado como alimento para uma dieta variada e
10
equilibrada. O ovo é um alimento de elevado teor de proteínas de excelente
qualidade. Tão importante é o valor das proteínas do ovo, que a Organização
Mundial de Saúde o proposto como padrão de referência para determinar a
qualidade protéica de outros alimentos (NECTA, 2004).
O ovo é utilizado, com muita freqüência, pela população brasileira, pois,
além de apresentar preços acessíveis, faz parte, também, do seu hábito alimentar.
Sua gema é rica em vitamina A. Seu alto conteúdo de colesterol (385 g por 100 g do
alimento) em determinadas situações, limita o consumo diário (RODRIGUES;
SALAY, 2001).
Os estudos em relação ao uso dos ovos em preparações culinárias e suas
propriedades reológicas ainda são insuficientes. Nos tempos modernos, a
importância na comercialização dos produtos derivados do ovo tem sido grande no
mercado internacional. Devido às suas propriedades funcionais únicas, tais como
gelatinização e formação de espuma, as proteínas da clara do ovo de galinha têm
sido extensivamente usadas como ingredientes em alimentos processados, sendo
ingredientes desejáveis em muitos alimentos, tais como nos produtos de padaria,
merengues, biscoitos e derivados de carne (PELEGRINI; GASPARETO, 2003).
2.2.3 Clara do ovo
A clara do ovo possui de 9,7 a 12% de proteínas (MINE, 1995). As
quantidades relativas e algumas características físicas e químicas das principais
proteínas de clara de ovo aparecem na tabela 2.
TABELA 3 - CARACTERÍSTICA FÍSICAS E QUÍMICAS DAS PRINCIPAIS PROTEÍNAS DA CLARA
DE OVO
Proteína Porcentagem
da clara
pI PM
(Daltons)
VPE (cm
3
/g) Carboidrato
(%)
Ovalbumina 54 4,5 45.000 0,750 3,2
Ovotransferrina 12 6,0 76.600 0,732 2,2
Ovomucoide 11 4,1 28.000 0,685 20,0 – 25,0
Ovoinibidor 1,5 5,0 49.000 - -
Ovomucina 3,5 4,5 – 5,0 110.000 - -
Lisozima 3,4 10,7 14.307 0,703 -
Ovoglicoproteina 1,0 3,9 24.400 - -
Ovoflavoproteina 0,8 4,0 32.000 0,700 14,0
Ovomacroglobulina 0,5 4,5 900.000 0,745 -
Avidina 0,5 10,0 68.300 0,730 -
pI: ponto isoelétrico; PM: peso molecular, VPE: volume parcial específico.
Adaptado de BERK (1976) e de SGARBIERI (1996).
11
Pode ser considerada um sistema que consiste de numerosas proteínas
globulares numa solução aquosa. A quantidade de ovomucina na camada espessa é
quatro vezes maior do que na camada fina. As sete maiores frações são: ovalbumina
A
1
e A
2
, globulinas G
1
, G
2
, e G
3
, ovomucóide e conalbumina.
2.2.3.1 Ovalbumina
A ovalbumina é a proteína predominante na clara do ovo, sendo classificada
como uma fosfoglicoproteína por possuir carboidrato e fosfatos ligados ao
polipeptídio. A ovalbumina representa 54% das proteínas da clara e é encontrada
em três formas: A1, A2 e A3 na proporção 85:12:3, respectivamente. A diferença
entre as três formas está na quantidade de fósforo ligada à proteína – dois, um ou
nenhum átomo de fósforo por mol de ovalbumina, respectivamente (FENNEMA,
1993)
A ovalbumina possui peso molecular 45.000, uma ponte dissulfeto e quatro
grupos sulfidrilos livres que só reagem após a desnaturação da proteína, indicando
que, na forma original, os grupos sulfidrilos estão protegidos em regiões hidrofóbicas
da proteína. Cerca de 50% dos aminoácidos da ovalbumina são hidrofóbicos.
(SGARBIERI, 1996).
Essa proteína desnatura-se com relativa facilidade nas interfaces após a
agitação ou batedura em solução aquosa (espumas e emulsões). Durante o
armazenamento dos ovos, a ovalbumina converte-se em S-ovalbumina, proteína
mais termoestável devido a um intercambio sulfidrila-dissulfeto. É resistente ao calor.
A ovalbumina S é encontrada em pequena quantidade na clara de ovo fresco,
porém, chegando a representar 81% da ovalbumina após seis meses de estocagem
da clara em refrigeração (ORDÓÑEZ, et al. 2005).
2.2.3.2 Ovotransferrina ou conalbumina
A ovotransferrina, também chamada de conalbumina, é uma glicoproteína
facilmente isolada por precipitação fracionada com sulfato de amônio. Representa
12% das proteínas da clara e tem peso molecular 76.600. É formada por um único
12
polipeptídio, contendo 0,8% de hexose e 1,4% de hexosamina na molécula; não
possui grupo sulfidrilo livre ou radical prostético. Seu ponto isoelétrico é ao redor de
pH 6,0. Todas as transferrinas conhecidas ligam-se ao ferro, dando uma coloração
vermelha com absorção máxima a 465nm. Os sítios de complexação de ferro pelas
diferentes transferrinas parecem ser similares e os ligantes são, em geral, cadeias
laterais dos mesmos aminoácidos (SGARBIERI, 1996).
Três formas de ovotransferrina podem ser reconhecidas com diferentes
conteúdos de Fe
+3
, com nenhum, um ou dois moles Fe
+3
/ mol de proteína. A ligação
do Fe
+3
com a ovotransferrina envolve dois resíduos de histidina, três de tirosina e
íons HCO
3 -1
. Estes complexos metálicos são mais termoestáveis que a proteína
nativa. A forte tendência de ligação do ferro à ovotransferrina confere a esta
proteína, como às transferrinas em geral, propriedade bacteriostática (LINDEN;
LORIENT, 1996).
2.2.3.3 Ovomucóide
A ovomucóide é uma glicoproteína possui uma única cadeia polipeptídica de
peso molecular 28.000, com segmentos helicoidais (aproximadamente 22%),
apresenta nove pontes dissulfeto, o que a torna mais estável à coagulação pelo
calor. Precipita-se apenas em presença da lisozima e em meio alcalino. A
ovomucóide representa 11% das proteínas da clara. Contém 20-25% de carboidrato
na molécula, constituídos por D-galactose, D-manose, ácido siálico, e glicosamina
(ORDÓÑEZ, et al. 2005).
A ovomucóide se diferencia bioquimicamente da albumina e da
conalbumina porque não se coagula com o calor. Tem ação de anti-tripsina,
diminuindo a atividade da protease. Os grupos essenciais para a atividade da
tripsina são carboxílicos e fenóis, pois reagem com o grupo amino da tripsina. A
inibição representa alguma troca da molécula de enzima e não o tipo onde a anti-
enzima e o substrato atuam (MEYER, 1976).
Cinco tipos de ovomucóide foram separados de acordo com o seu ponto
isoelétrico e referidos como O
1
,
O
2
, O
3
, O
4
, O
5
com os seus respectivos pontos
isoelétricos: 4,41; 4,28; 4,17, 4,01 e 3,83. Embora todos os tipos de ovomucóide
tenham em comum a atividade de inibição de tripsina, propriedades imunoquímicas
13
e composição de aminoácidos, diferem na composição de carboidratos (LI-CHAN;
NAKAI, 1989).
2.2.3.4 Ovoinibidor
Da mesma forma que a ovomucóide, a ovoinibidor, uma serina-protease,
inibe duas moléculas de tripsina e duas de quimiotripsina simultaneamente. A
ovoinibidor representa apenas 1,5% das proteínas da clara, com peso molecular
49.000 e pI 5,1. Além da tripsina e da quimiotripsina, a ovoinibidor inibe também
proteases de fungos e de bactérias. Tanto a ovoinibidor como a ovomucóide contêm
arginina em seus centros ativos (SGARBIERI, 1996).
2.2.3.5 Ovomucina
A ovomucina é uma glicoproteína que contribui para a estrutura gelatinosa
da camada espessa da clara, e representa 3,5% do total de proteínas da clara. O
conteúdo de proteína purificada é de aproximadamente 30%, sendo os glicídios mais
importantes a hexosamina e ácido siálico. Ocorrem duas frações de ovomucina: uma
rica em carboidratos (50%) e outra pobre nestes componentes (15%), denominadas,
respectivamente β e α-ovomucina. É uma proteína termoestável. Junto com a
lisozima forma um complexo insolúvel em água, cuja estabilidade depende do pH.
Essa ligação torna-se mais instável à medida que alcaliniza o meio. Durante o
armazenamento, o pH da clara de ovo se eleva de 6,5 para valores ao redor de 9,5,
devido à perda de CO
2
através da casca. Sugere-se que a perda da viscosidade da
clara do ovo observada durante o armazenamento esteja relacionada à diminuição
na quantidade do complexo ovomucina–lisozima, com a elevação do pH para 9,0 ou
9,5 (FENNEMA, 2000).
14
2.2.3.6 Lisozima
A lisozima é uma glicoproteína e está presente na clara do ovo na
quantidade de 3,5%. Possui um peso molecular relativamente baixo, que pode variar
de 14300 a 14600 Daltons, e o seu ponto isoelétrico é de 10,7. Possui forma de
esfera alongada e está na forma de dímero entre o pH 5 e 9 (LI-CHAN; NAKAI,
1989).
A lisozima tem este nome devido à sua ação sobre Micrococcus
lysodeikticus. Sua ação enzimática inclui a clivagem de polissacarídeos, ligação
glicosídica β- 1,4 entre N-acetilglicosamina e ácido murâmico, em parede celular de
bactérias. Além da atividade glicosídica, possui também atividade de
transglicosidade e de esterase, exercendo ação antimicrobiana. A lisozima da clara
de ovo é homóloga à lisozima humana e à α-lactalbumina. A grande estabilidade da
lisozima pode ser atribuída à estrutura compacta da molécula, com quatro pontes
dissulfeto intramoleculares e a presença de apenas três moléculas de água por
molécula de lisozima (SGARBIERI, 1996). A inativação pelo calor depende do pH e
da temperatura. (ORDÓÑEZ, et al., 2005).
2.2.3.7 Ovoglobulinas G
2
e G
3
Correspondem juntas à 0,4 % do total de proteínas da clara do ovo.
Possuem peso molecular de 30000 a 45000 Daltons, e os pontos isoelétricos são
5,5 e 5,8 para G
2
e G
3
respectivamente. São agentes espumantes e agregam-se
pelo calor (JOHNSON; ZABIK, 1981).
2.2.3.8 Ovoflavoproteína
A ovoflavoproteína (RBP) é ligadora de riboflavina. Aparece na clara e na
gema, bem como no soro sangüíneo de galinhas poedeiras. A clara de ovo de
galinha contém quantidades aproximadamente iguais de flavoproteína e de
apoproteína (proteína livre de riboflavina). Presume-se que a principal função da
apoproteína é assegurar a transferência de riboflavina do soro sangüíneo para a
15
clara. Esta proteína é ácida (pI 4,2) e tem propriedades fracamente antimicrobianas.
Em pHs mais ácidos que 4,2, a riboflavina se dissocia da apoproteína, e acima de
4,3, o complexo se forma novamente. Essa proteína representa 0,8% da proteína da
clara e tem peso molecular 32.000. A apoproteína forma um complexo na proporção
de 1:1 com a riboflavina, podendo ligar também os nucleotídeos de flavina
(SGARBIERI, 1996).
2.2.3.9 Avidina
A avidina é uma glicoproteína básica composta de quatro subunidades
idênticas; pode-se fixar a cada uma delas uma molécula de biotina com a
conseqüente perda de atividade vitamínica. Representa 0,5% das proteínas da clara
de ovo, apresenta também atividade antimicrobiana (ORDÓÑEZ, et al., 2005).
2.2.3.10 Ovomacroglobulina
A ovomacroglobulina é uma glicoproteína de elevado peso molecular
(900.000) que representa 0,5% das proteínas da clara e apresenta ponto isoelétrico
em pH 4,5. É fortemente antigênica e mostra muita reatividade cruzada contra
ovomacroglobulina de outras espécies de aves. É uma proteína praticamente
esférica e sofre desnaturação em solução 6,0 M de hidrocloreto de guanidina, mas
não em 8,0 M de uréia. Sofre desnaturação térmica em temperatura entre 62 e 64 °C
em pH 7,0, apresentando baixo teor de α-hélice na molécula. Em pH 2,0 sofre
dissociação em duas metades com coeficiente de fricção 1,6, idêntico ao da proteína
nativa. Dois grupos indólicos e 24 grupos fenólicos estão expostos em cada
subunidade pela dissociação (SGARBIERI, 1996).
2.2.4 Composição da gema
A gema pode ser considerada como uma dispersão que contém diversas
partículas distribuídas uniformemente em uma solução protéica denominada livetina
16
ou plasma. O plasma é constituído por uma fração protéica globular denominada
livetina e por uma fração lipoprotéica de baixa densidade, que representam,
respectivamente, 11% e 87% dos sólidos totais da gema. O plasma representa cerca
de 78% da gema e contém 49% de água. Em termos de extrato seco, 77 a 81% são
lipídeos, 18% proteínas e 2% cinzas. As partículas podem ser classificadas em 2
grupos:
1) gotículas de gema 20 a 40 µm de diâmetro de aspecto semelhante
aos glóbulos de gordura. São constituídos essencialmente de
lipoproteínas de baixa densidade (LDL), e algumas delas apresentam
membrana protéica.
2) grânulos no microscópio eletrônico são observados como estruturas
densas, com diâmetro de 1 a 3 µm, bem menores e mais abundantes
que as gotículas de gema e de tamanho mais uniforme. Os grânulos
são compostos por 61% de lipovitelinas, 16% de fosvitina e 16% de
lipoproteínas de baixa densidade (LDL) e representam de 20 a 23%
dos sólidos totais da gema e, em termos de extrato seco, contêm 34%
de lipídeos, 60% de proteínas e 6% de cinzas (ORDÓÑEZ et al.,
2005).
A composição da gema pode variar bastante de acordo com o tipo de
alimentação oferecida às aves. Uma pequena parte dos carboidratos é formada de
glicose em estado livre; estes e as cinzas podem chegar a 1%, sendo os principais
elementos o fósforo, o cálcio e o potássio (MADRID; CENZANO; VICENTE, 1996).
A gema do ovo é uma emulsão de gordura em água com extrato seco em
torno de 50%, constituído por um terço de proteínas e dois terços de lipídeos. A
fração lipídica é constituída por 66% de triacilgliceróis, 28% de fosfolipideos e 5% de
colesterol; 64% dos ácidos graxos são insaturados, predominando o C18:1 e o
C18:2. (ORDÓÑEZ et al., 2005).
Os fosfolipídios são mais ricos em ácidos graxos insaturados do que os
triacilgliceróis, sendo que a composição dos ácidos graxos destes lipídios pode
variar em função do alimento ingerido pela ave. Há também algumas lecitinas que,
juntamente com certa quantidade de lipoproteínas, tornam a gema de ovo um ótimo
emulsificante (ORNELLAS, 1985).
A composição dos ácidos graxos saturados, principalmente palmítico e
esteárico, não varia com a alimentação (MADRID; CENZANO; VICENTE, 1996). Os
17
lipídios da gema do ovo têm digestibilidade elevada no homem (94 a 96%), por se
encontrarem em estado emulsionado. Esta digestibilidade é maior para os
triacilgliceróis (98%), que é a fração mais rica em ácidos graxos saturados. A
digestibilidade dos fosfolipídios pode chegar a 90%. A riqueza da gema do ovo em
ácidos graxos insaturados (cerca de dois terços dos ácidos graxos totais) e
especialmente em ácido linoléico, é nutricionalmente importante para o homem
(CLOSA, et al., 1999).
De acordo com Collins et al. (1968); Turk e Barnett (1971) e Shafey; Dingle e
McDonald (1992), os níveis de colesterol na gema do ovo de galinhas variam entre
as linhagens, sendo que as linhagens pesadas apresentam um nível maior de
colesterol em relação as linhagens leves. Outra observação feita por Hall e McKay
(1993), mostraram que galinhas com elevada produção de ovos depositam menos
colesterol na gema, que aquelas com menor produção. Os níveis de colesterol na
gema são mais elevados no início de postura, 19,52 mg/g de gema úmida, diminui
para 16,15 mg/g às 30 semanas de idade e permanece relativamente constante até
as 70 semanas de idade.
A fração protéica é formada de uma mistura de proteínas complexas
compostas de glicoproteínas, fosfoglicoproteínas, lipoproteínas e
fosfoglicolipoproteínas (SGARBIERI, 1996). Esta parte do ovo é composta por
aproximadamente 50% de sólidos. Durante o período de armazenamento ocorre
migração de aproximadamente 2% de água da clara para a gema (MULLER; TOBIN,
1996; PROUDLOVE, 1996).
A coloração amarelada da gema é devida principalmente à presença de
pigmentos, xantofila, carotenóides, criptoxantina, cuja concentração depende da
qualidade do ovo, vale dizer da alimentação da ave (ORNELLAS, 1985). A gema é
mais rica em vitaminas do que a clara, e contém principalmente vitamina A e ácido
pantotênico. O aroma deve-se a mais de 80 substâncias voláteis, das quais mais de
60% são 2-metilbutanol, ácido 5-heptadecanóico e indol. Sua alteração se deve à
formação de trimetilamina por degradação da colina. O açúcar majoritário é a
glicose, sendo que entre os minerais predominam o fósforo, o potássio e o cálcio.
(ORDÓÑEZ et al., 2005).
18
2.2.4.1 Proteínas da gema
Os constituintes da gema podem ser separados por centrifugação. Quando a
gema do ovo é submetida à ultracentrifulgação, se separa em duas frações: a fração
que sedimenta que possui duas proteínas lipovitelina e fosfovitina lipoproteínas de
baixa densidade (LDL), e a solução sobrenandante denominada plasma o qual
contêm livetina (BOBBIO; BOBBIO, 2003).
2.2.4.2. Proteínas da fração de baixa densidade (LDF)
A LDF parece possuir estrutura em micelas, contendo fosfolipoproteínas em
que a porção rica em lipídios neutros constitui a parte central da micela, enquanto
que as porções fosfolipídica e protéica se posicionariam na superfície da micela. As
forças que dão estabilidade a esse sistema formado por lipídios, fosfolipídios e
glicoproteínas são do tipo interações hidrofóbicas ou de Van der Waals. A fração
LDF é composta de duas lipoproteínas de elevado peso molecular, A fração LDF é
formada de fosfolipoproteínas e de glicoproteínas, contendo 3,0% de carboidrato
ligado à asparagina (SGARBIERI, 1996).
2.2.4.3 Proteínas da fração de densidade elevada (HDF)
A HDF foi também denominada lipovitelina e aparece em grânulos,
associadas com outra proteína, a fosvitina. Essa associação é provavelmente devida
às propriedades acídicas e atípicas da fosvitina (SGARBIERI, 1996).
2.2.4.3.1 Lipovitelina
É uma proteína cujo grupo prostético é um fosfolipídio. Tem peso molecular
ao redor de 500.000 e o pH ácido forma um dímero de α – β lipovitelina; à medida
que o pH aumenta, as cadeias pepitídicas que formam o dímero vão se separando
até chegarem à forma monômera. Grupos sulfidrilos e fosfóricos não estão
19
envolvidos na dimerização, o que parece indicar que as associações são,
predominantemente, do tipo hidrofóbico (BOBBIO; BOBBIO, 2003).
2.2.4.3.2 Fosvitina
É uma fosfoglicoproteína que contém 10% de fósforo o que representa cerca
de 80% de todo o fósforo da gema de ovo. Representa 12% da proteína total da
gema que se apresenta na forma de um complexo nos grânulos da fração HDF.
Todo o fósforo está ligado à proteína como O-fosforilserina. Tem peso molecular
entre 35.000 e 40.000 e forma um complexo estável com íons férricos, tendo
portanto a capacidade de arrastar íons férricos existentes na gema (FENNEMA,
1993).
2.2.4.4 Proteínas da fração hidrossolúvel (HSF)
A proteína da fração hidrossolúvel (HSF) da gema foi denominada livetina,
constatando-se ser formada de três proteínas diferentes, α, β, e γ-livetinas com
pontos isoelétricos na faixa de pH entre 4,8 e 5,0. As livetinas α, β, e γ estão
presentes nas proporções 2:3:5, com pesos moleculares 80.000, 45.000 e 150.000
daltons, respectivamente. A livetina γ pode ser separada por precipitação de uma
solução de 20% de isopropanol a 0°C ou 37% de sulfato de amônio. As livetinas α e
β, podem ser separadas por eletroforese (LINDEN; LORIENT, 1996).
O conteúdo de nitrogênio é de 14,3% para as livetinas α e β e 15,6% para a
livetina γ. As livetinas β e γ são glicoproteínas contendo 7,0% de hexose (livetina β) e
2,6% hexose mais 1,8% de hexosamina para a livetina γ. Do ponto de vista
imunológico, foi demonstrado que as livetinas α, β, e γ são homólogas,
respectivamente, à S-ovalbumina, α
2
-glicoproteína e γ-globulina (SGARBIERI, 1996).
20
2.3 QUALIDADE INTERNA DO OVO
O ovo é um alimento perecível, e começa a perder sua qualidade interna
imediatamente após a postura. Para retardar a velocidade do processo de perda da
qualidade do ovo, devem-se utilizar baixas temperaturas de armazenamento após a
coleta (SOUZA; SOUZA; LIMA, 1994). Souza e Souza (1995) relataram que houve
leves mudanças em ovos de codorna armazenados por 21 dias em temperatura
ambiente (23°C) e em temperatura de refrigeração (8°C), sendo que estas
ocorreram ao final do tempo de armazenamento. Isto se deve ao fato de que o ovo
de codorna apresenta uma membrana mais espessa do que o ovo de galinha. Por
este mesmo motivo é que provavelmente não foram observadas perdas de peso no
ovo nem mudança na relação ovo/casca.
Os fatores que influenciam a qualidade interna do ovo são: viscosidade da
clara, condições da gema, tamanho e condições da câmara de ar, entre outros. As
medidas que melhor representam a qualidade interna dos ovos são a unidade
Haugh e o Índice Gema (SOUZA et al., 1998). A unidade Haugh relaciona o peso do
ovo (g) com a altura da clara (mm). O Índice Gema é a relação entre a altura e o
diâmetro da gema. A idade da ave, a época de postura e a dieta foram relatadas
como fatores que influenciam a qualidade interna do ovo, o peso dos ovos e a
proporção de seus componentes. Com o aumento da idade da ave há um
correspondente aumento do peso do ovo e, consequentemente, do peso da clara e
da gema (YANNAKOPOULOS; TSERVENI-GOUSI; CHRISTAKI, 1998; PEEBLES et
al., 2000).
O processo de transformação da qualidade interna do ovo inicia-se
imediatamente após a postura, devido a fatores intrínsecos à estrutura do ovo,
como, perda de peso, formação de câmara de ar, liquefação do albúmen, perda de
CO
2
e água, movimentação de líquidos entre os compartimentos e distensão e
flacidez da membrana vitelina da gema, que pode vir a romper (PROTAIS, 1991).
A maneira mais usada para expressar a qualidade do albúmen é a unidade
Haugh. Segundo Haugh (1937) a qualidade do ovo varia com o logaritmo da altura
da clara espessa. Sendo assim ele desenvolveu um fator de correção para o peso
do ovo, que multiplicado pelo logaritmo da altura da clara espessa, corrigida por 100,
resultou na unidade Haugh (BRANT; OTTE; NORRIS, 1951).
21
O albúmen denso, razoavelmente denso e de baixa viscosidade apresentam
valores de unidades Haugh acima de 72 UH, entre 60 e 72 UH e abaixo de 60 UH,
respectivamente (USDA, 2006).
O uso da unidade Haugh tem sido geralmente aceito como uma medida da
qualidade do albúmen nos estudos de qualidade do ovo (EISEN; BOHRE; MCKEAN,
1962). Embora sujeita a críticas é considerada uma medida padrão de qualidade, e
tem sido usada pela indústria avícola (WILLIANS, 1992).
Silversides et al. (1993) e Silversides e Villeneuve (1994) criticaram as
unidades Haugh pelo fato destas serem corrigidas pela associação da altura do
albúmen denso para o peso do ovo. Este aumenta com a idade da poedeira
ocorrendo, portanto, uma variação nos valores de unidades Haugh. De acordo com
estes autores, a medida somente da altura do albúmen denso seria adequada para
avaliar a qualidade de ovos, pois aquela está associada com a aparência de ovos
frescos quebrados e fornece uma indicação das condições ou extensão do
armazenamento. O alto coeficiente de determinação entre altura do albúmen e
Unidade Haugh, ao contrário do baixo coeficiente de determinação entre Unidade
Haugh e peso do ovo, sugere que a medida da qualidade interna seja feita
simplesmente pela altura do albúmen. Os resultados obtidos em unidades Haugh de
ovos armazenados a 4 ºC foram sempre mais elevados do que as de ovos
armazenados a 18 e a 32 ºC independente da temperatura de armazenamento na
granja e transporte (CEPERO et al., 1995).
Desta forma, um valor alto para unidades Haugh está associado com um ovo
de boa qualidade e a taxa de diminuição nas unidades Haugh aumenta em
temperaturas elevadas de armazenamento (BERARDINELLI et al., 2003).
A qualidade do ovo é medida para descrever as diferenças na produção de
ovos frescos, devido a tratamentos genéticos, a diferentes dietas e aos fatores
ambientais aos quais as galinhas foram submetidas, ou também para descrever a
deterioração na qualidade do ovo durante o tempo de armazenamento e as
condições de armazenagem. Seu uso é universal, devido à facilidade da aplicação e
à alta correlação com a aparência do ovo quando aberto em uma superfície plana. A
unidade Haugh é aceita como uma medida de preferência para a qualidade do ovo
(WILLIANS, 1992).
22
2.4 MICROBIOLOGIA DO OVO
A maioria dos ovos, logo após a postura, é estéril internamente. As proteínas
albuminas possuem propriedades biológicas antibacterianas diretas ou indiretas
(atividades antiproteásicas e formação de complexos com vitaminas ou metais) que
contribuem para a boa conservação do ovo. O exterior apresenta-se contaminado
por microrganismos. As fontes mais comuns de contaminação com matéria fecal são
equipamentos e o homem. A casca e a cutícula que a recobre, assim como suas
membranas, são barreiras à penetração de microrganismos, mas que podem ser
vencidas sob certas condições (CAMARGO et al., 1984; LINDEN; LORIENT, 1996).
As possibilidades de invasão microbiana são aumentadas se a casca estiver
suja e for lavada, a não ser que seja usada água limpa e morna contendo sabão,
detergente ou germicida. Mesmo se os microrganismos penetrarem pela casca,
encontrarão as defesas naturais da clara, que incluem as membranas da casca, o
pH alcalino e a proteína que hidrolisa a parede celular de bactérias, a lisozima.
Raramente as contaminações maciças vencem os mecanismos de defesa e causam
deterioração do ovo durante seu armazenamento (GRISWOLD, 1972). Geralmente
ovos de baixa qualidade apresentam contaminação elevada na casca e, após a
quebra, fornecerão alta contagem inicial. Ovos com alta contagem inicial devem ser
trabalhados com cuidados especiais para prevenir o desenvolvimento de populações
muito elevadas durante o manuseio e processamento.
A flora microbiana nos ovos se compõe de 38% de bactérias que não
formam esporos, entre elas os germens de Pseudomonas e Proteus, 30% de
bactérias que formam esporos, 25% de cocos, 4% de leveduras e 3% de
actinomicetos; no ovo de galinha é raro encontrar bactérias patógenas como
Salmonella (0,6%). Quanto aos mofos, foram encontradas espécies como
Penicillium, Cladosporium e Sporotricum; além dessas espécies, também foi
detectada a presença de Thamnidium e Mucor, que somente se desenvolvem com
alta umidade do ar. A porcentagem de contaminação é sempre maior nas gemas do
que nas claras (PLANK, 1963).
A proteção à atividade microbiana nos ovos provém da casca, membranas
da casca e do albúmen. A casca é uma barreira física à contaminação, no entanto,
contém numerosos poros que são grandes o suficiente para permitir a entrada de
23
bactérias (STADELMAN; COTTERILL, 1977; BURLEY, 1990; HUTCHISON et al.,
2003).
A casca do ovo e o seu conteúdo exibem mudanças físicas após a
oviposição, devido à presença de porosidade da casca e a necessidade de troca de
gases respiratórios durante o desenvolvimento do embrião. A cutícula, logo após a
oviposição, é mole e úmida, sendo que posteriormente endurece e a diferença de
temperatura entre o oviduto e o ambiente causa contração do conteúdo do ovo que
está a 42 ºC quando posto. Este processo pode facilitar a translocação de
microrganismos pelos poros da casca. No entanto, com o endurecimento a cutícula
torna-se uma barreira à penetração de bactérias e à perda de água (ROMANOFF;
ROMANOFF, 1963; SOLOMON, 1991; BRAKE et al., 1997; HUTCHISON et al.,
2003).
O albúmen possui várias defesas antimicrobianas contra microrganismos
que possam invadir o conteúdo do ovo imediatamente após a oviposição (BRAKE et
al., 1997). A defesa antimicrobiana do albúmen se deve provavelmente a
imobilização de bactérias, ao efeito bactericida, à indisponibilidade de nutrientes
para bactérias e inibição de enzimas. As bactérias podem ser eliminadas por
enzimas que estão presentes no albúmen, principalmente se houver imobilização no
gel composto por ovomucina. A lisozima provoca lise na parede de bactérias Gram-
positivas enquanto que a N-acetilglucosaminidase inibe o crescimento de bactérias
Gram-negativas (STADELMAN; COTTERILL, 1977; BURLEY, 1990).
O albúmen contém ainda várias proteínas que se ligam a nutrientes
essenciais para os microrganismos, principalmente a metais e vitaminas. A mais
conhecida, a avidina, se liga a biotina. A conalbumina, conhecida como
ovotransferrina, possui alta afinidade por ferro di- e trivalente, assim como pelo
cobre. É a proteína mais abundante, consistindo de cerca de 12% das proteínas
ligantes presentes no albúmen. Há várias outras proteínas ligantes no albúmen,
como a proteína ligante de riboflavina e a de tiamina (BURLEY, 1990).
Entretanto, o aumento no pH do albúmen durante o armazenamento
provavelmente limita a propriedade antimicrobiana das proteínas que o constituem,
porém a alta alcalinidade do mesmo observada durante o armazenamento contribui
para a inibição do crescimento de microrganismos, sendo que o pH propício para o
desenvolvimento de bactérias situa-se entre 4,0 e 9,0 (ROMANOFF; ROMANOFF,
1963; BRAKE et al., 1997; ALLEONI; ANTUNES, 2001).
24
2.5 ARMAZENAMENTO DO OVO
O armazenamento do ovo fresco deve ser cuidadoso devido às perdas que
ocorrem em qualidade, principalmente através de microrganismos, perdas de peso e
todos os processos de desintegração químicos e físicos, que têm uma influência
adversa sobre o estado original de frescor e sobre a palatabilidade.
Os ovos se alteram por putrefação bacteriana e fúngica, processo que se
retarda mediante armazenamento em baixas temperaturas ou por tratamento da
casca para fechar os poros. Por exemplo, silicato sódico, pasta de hidróxido de
cálcio, ou imersão em óleo mineral e produtos semelhantes resultam no fechamento
dos poros (HAWTHORN, 1983).
O ovo inteiro com casca pode ser armazenado por períodos relativamente
longos em câmaras frigoríficas com atmosfera rica em dióxido de carbono e umidade
controlada sem que sejam evidenciadas alterações químicas e físicas na clara e na
gema. Entretanto, quando o ovo é armazenado sem tais cuidados, ocorre, em pouco
tempo, sensível perda de consistência da clara, mantendo-se inalterada a gema por
tempo mais longo (BOBBIO; BOBBIO, 2003).
O principal método para a conservação de ovos é a refrigeração. Ovos
podem ser armazenados em câmaras, onde a umidade é controlada e a temperatura
é mantida não muito acima do ponto de congelamento do ovo (-2ºC), para minimizar
a perda de umidade. A umidade deve ser tão alta quanto possível sem que resulte
no aparecimento de mofo. Umidade de 90% ou mais poderá ser mantida, se a
circulação de ar for boa e se a temperatura permanecer entre -1,7 e -0,6°C. Ainda
que exista alguma deterioração no ovo durante o armazenamento, esta não é
facilmente perceptível. A qualidade do ovo sob refrigeração pode ser mantida por
seis meses. A deterioração parece ser mais rápida durante os primeiros três meses
de armazenamento, tornando-se posteriormente mais lenta (GRISWOLD, 1972).
A temperatura recomendada para o armazenamento de ovo fresco está
entre 8 e 15 ºC, com umidade relativa do ar entre 70 e 90%. Quando o
armazenamento ultrapassa 30 dias, recomenda-se temperaturas entre 4 e 12 ºC ou
em torno de 0 ºC. Para longos períodos, a umidade relativa deve estar entre 70 e
80% (MAPA, 1990).
25
2.5.1 Alterações durante o armazenamento
Logo que o ovo é posto, começam a ocorrer mudanças que baixam sua
qualidade e, eventualmente, causam sua deterioração. Essas mudanças podem ser
retardadas, porém não podem ser evitadas inteiramente. Durante a maturação, o
tamanho da câmara de ar vai aumentando, a gema se alarga, suas membranas
enfraquecem, a clara torna-se mais rala, o ovo torna-se mais alcalino e seu odor e
sabor se deterioram (GRISWOLD, 1972).
O aumento de tamanho da câmara de ar, durante o armazenamento, é
importante comercialmente, porque influi na aparência do ovo, quando examinado
ao ovoscópio. Um ovo não possui célula de ar quando posto. À medida que se
resfria, seu conteúdo se retrai e o ar entra através da casca porosa, criando a
câmara de ar geralmente localizada na extremidade alargada do ovo. Essa câmara
continua a crescer pela perda de umidade durante o armazenamento. O
alargamento da câmara é retardado, aumentando-se a umidade do ar do local onde
os ovos estão armazenados. Há também a perda de água, através da casca, pois
existe um movimento da água da clara para a gema por causa da pressão osmótica
maior da gema. Esse fato concorre para o alargamento da gema, diminuindo sua
viscosidade e enfraquecendo suas membranas vitelinas. As mudanças ocorrem mais
rapidamente à medida que a temperatura de armazenamento é aumentada. Isto
explica porque é difícil, senão impossível, separar a gema da clara de alguns ovos, a
gema de um ovo velho, freqüentemente, não é bem centralizada e, às vezes, chega
a aderir à casca. A redução do peso pode também ser determinada pela provável
perda de amônia, nitrogênio e sulfeto de hidrogênio que são produtos da
degradação química de seus constituintes orgânicos (SOLOMON, 1991;
SILVERSIDES; BUDGELL, 2004). A redução no peso do albúmen determina a
redução e o aumento nos pesos do ovo e da gema, respectivamente
(SILVERSIDES; BUDGELL, 2004).
Durante o armazenamento do ovo ocorre transformação da ovoalbumina em
S-ovoalbumina e a dissociação do complexo ovomucina-lisozima, com destruição do
gel de ovomucina. Estas reações são importantes no plano tecnológico, pois
provocam a perda, ao menos parcial, das propriedades geleificantes e espumantes e
também a liquefação da clara de ovo (FENNEMA, 1993; LINDEN; LORIENT, 1996).
26
A conversão da clara espessa para clara fluida, durante o armazenamento,
refletida por um índice de albumina de baixo valor, constitui uma mudança óbvia e
importante comercialmente. Há uma recente evidência invalidando a teoria,
inicialmente defendida, de que tal modificação era causada pela ação de enzimas
proteolíticas sobre a clara espessa. Embora as claras tornem-se mais fluidas durante
o armazenamento, essa teoria não constitui o único fator determinante, já que ovos
recém postos diferem consideravelmente entre si, na proporção de clara espessa.
Ovos provenientes da mesma galinha são, todavia, relativamente uniformes. A clara
é uma solução de proteínas em água, CO
2
e sais. Entre os sais existem alguns,
como o NaHCO
3
e Na
2
CO
3
, que funcionam juntamente com o CO
2
dissolvido, como
um sistema tampão:
2HCO
3
-
1
= CO
3 -2
+ CO
2
+ H
2
O
Devido à porosidade da casca, haverá trocas gasosas com a atmosfera
externa ao ovo e, conseqüentemente, perda de CO
2
e evaporação de água da
solução, se a umidade exterior for mais baixa do que no interior do ovo. Altera-se,
assim, o sistema tampão com aumento do teor de Na
2
CO
3
e elevação do pH, o que
leva a alteração na estrutura do gel com diminuição da viscosidade da clara e da
gema. A perda de água da clara para a atmosfera leva a uma perda de água
também da gema, alterando a consistência dos dois géis (BOBBIO; BOBBIO, 2002).
Durante o armazenamento, o pH do ovo se eleva devido à perda de dióxido
de carbono. O pH da clara, originalmente cerca de 7,9, eleva-se para 9,3 nos
primeiros dias de armazenamento, mudando pouco daí em diante. O pH da gema,
inicialmente em torno de 6,2, sobe vagarosamente, durante o armazenamento
prolongado. O dióxido de carbono originado pelos processos metabólicos na galinha,
dissolve-se no ovo para formar ácido carbônico e bicarbonatos que atuam como
tampões. À medida que o ovo é armazenado, o dióxido de carbono se difunde
através da casca até que se equilibre com a relativamente pequena quantidade
existente no ar (GRISWOLD, 1972; LINDEN; LORIENT, 1996).
27
2.6 FORMAÇÃO DA ESPUMA
A espuma de claras tem importante papel em muitos produtos alimentares
porque os torna leves em textura e contribui para seu crescimento. A clara batida é
um colóide constituído de bolhas de ar, cercado de albumina, que passou por uma
desnaturação da superfície líquido-ar. Essa desnaturação, que é devida à
desidratação e ao estiramento da albumina durante o batimento, torna parte dessa
proteína insolúvel, endurecendo e estabilizando a espuma. Durante a desnaturação,
as moléculas de proteína se desdobram e suas cadeias polipeptídicas se distendem
com seus eixos longos, paralelos à superfície. O batimento em excesso incorpora
muito ar, distendendo a proteína de modo a torná-la fina e menos elástica. A
elasticidade é necessária, especialmente nas espumas que vão ser assadas, de
modo que, antes de a proteína ser coagulada pelo calor do forno, o ar incorporado
possa expandir-se sem romper as paredes celulares (GRISWOLD, 1972;
FENNEMA, 1993).
Ao incorporar o ar, dentro da clara de ovo se forma uma espuma
estabilizada pelas proteínas de globulina, que incluem cerca de 10% das proteínas
da clara de ovo, e a ovomucina. Essas proteínas têm a capacidade de formar um
filme em volta das bolhas de ar à medida que são empurradas para dentro da clara
de ovo. Este filme é como o emulsificante que envolve uma gotícula de gordura na
água, fixando as gotículas e impedindo-as de se separarem da mistura. Quando o
produto é cozido, a proteína é completamente desnaturada e conserva uma
estrutura de espuma. Qualquer traço de gordura, mesmo gordura da gema do ovo,
interferirá com o desenvolvimento do filme em volta das bolhas de ar. Neste caso,
será impossível para a proteína estabilizar a espuma produzida ao bater
(PROUDLOVE, 1996).
Durante a formação da espuma à base de proteína ocorre uma seqüência de
reações. É necessária aplicação de energia para começar o processo, com isso, as
proteínas solúveis chegam à interface ar-água pela difusão, adsorção, concentração
e tensão superficial crítica (GERMAN; PHILLIPS, 1989). O rearranjo dos
polipeptídios ocorre na interface pela orientação da mobilidade polar, a qual é
direcionada para a água, e os segmentos apolares preferem se direcionar para as
partículas de ar. Esse processo ocorre através das interações não covalentes dos
polipeptídios, formando as bases de um filme coeso e contínuo (PHILLIPS, 1981).
28
Os componentes estruturais e as forças que favorecem as associações
intermoleculares melhoram as propriedades espumantes (interações eletrostáticas
atrativas), ou excessivamente repulsivas podem diminuir a capacidade espumante. A
extensão das interações moleculares das proteínas na interface ar-água e as
propriedades do filme interfacial dependem do tipo de proteína e das condições
dominantes da solução, as quais determinam grandemente a formação e a
estabilização da espuma (PHILLIPS; WHITEHEAD; KINSELLA, 1994).
As propriedades espumantes das proteínas são, basicamente, relatadas por
suas propriedades de formação de filmes na interface água-ar. As proteínas que são
abertas e adsorvidas rapidamente apresentam melhores propriedades espumantes
do que as proteínas que são adsorvidas levemente e são mais difíceis de abrirem as
suas estruturas na interface (PHILLIPS; WHITEHEAD; KINSELLA, 1994).
Durante o movimento na interface, principalmente as proteínas parcialmente
abertas formam novas associações intermoleculares com outras moléculas vizinhas
para formar filmes coesos, que é essencial para a formação da espuma (KINSELLA;
PHILLIPS, 1989). Em sistemas homogêneos, as forças atrativas predominantes
entre as proteínas são as pontes de hidrogênio, as interações hidrofóbicas,
eletrostáticas e de “Van der Waals” (KINSELLA, 1981). A magnitude das forças que
mantêm a estrutura protéica nativa, tanto em solução como na interface, são
importantes nas propriedades espumantes (GERMAN; PHILLIPS, 1989).
O processo de formação de espuma é relacionado com a velocidade do
misturador, a geometria do batedor e as propriedades superficiais do material a ser
espumado (PHILLIPS; KINSELLA, 1990).
Os níveis máximos de incorporação de ar durante o batimento refletem um
melhor equilíbrio dinâmico real entre a força mecânica e a destruição das bolhas.
Isso dá uma medida mais real da estabilidade da espuma. A estabilidade da espuma
é medida pela quantidade de tempo necessária para uma quantidade específica de
líquido drenar da espuma (PHILLIPS; WHITEHEAD; KINSELLA, 1994).
A extensão da formação de filme protéico está relacionada com a habilidade
da proteína em diminuir a tensão superficial entre a gotícula de ar e a solução
protéica. A estabilidade da espuma depende da natureza do filme, que reflete a
extensão das interações dentro da matriz do filme (PHILLIPS; WHITEHEAD;
KINSELLA, 1994).
29
As características estruturais de proteínas que levam para rápida formação
de espuma são baixo peso molecular e moléculas anfipáticas. Para formação de
uma cápsula de proteína que segure uma bolha de ar é necessário que os
componentes protéicos apresentem interações não covalentes, como as forças
eletrostáticas e hidrofóbicas, as pontes de hidrogênio e as ligações dissulfídicas. As
características moleculares inerentes das proteínas influenciam a formação e a
estabilidade da espuma à base de proteína (KINSELLA; PHILLIPS, 1989). Sendo
assim, o balanço crítico das interações não-covalentes leva à formação de um filme
coeso e viscoso que é necessário para estabilizar a espuma (KINSELLA, 1981).
A repulsão eletrostática pode reduzir a estabilidade da espuma, como
também pode retardar a formação de um filme (PHILLIPS; KINSELLA, 1990). As
ligações dissulfidicas reduzem a flexibilidade de uma proteína. A mudança de um
grupo tiol livre para uma ligação dissulfídica tem muita importância para as
propriedades funcionais. German e Phillips (1989) constataram que as alterações
moleculares induzidas pela redução das ligações dissulfidicas entre as moléculas de
proteínas melhoram a formação de filme da espuma e a sua estabilização.
O papel crítico da ligação dissulfídica é estabilizar a estrutura da proteína,
restringindo a abertura da molécula e prevenindo a exposição completa das regiões
hidrofóbicas (LI-CHAN; NAKAI, 1989). A formação de ligações dissulfidicas na
interface ar-água pode melhorar a estabilidade da espuma (PHILLIPS; WHITEHEAD;
KINSELLA, 1994). A concentração de proteína, a espessura do filme, a força iônica,
pH, temperatura e a presença de outros componentes nos sistemas de alimentos em
adição com as propriedades físico-químicas das proteínas afetam as propriedades
espumantes. Por exemplo: com o aumento da concentração de proteína, geralmente
ocorre a formação de um filme lamelar espesso, e isto resulta numa melhor
estabilidade da espuma (PHILLIPS; WHITEHEAD; KINSELLA, 1994).
30
3 MATERIAL E MÉTODOS
Foram utilizados ovos de avestruzes do criatório Rancho Maranata
localizado na cidade de São José dos Pinhais. Os ovos foram higienizados com
solução de hipoclorito de sódio a 1% por 30 segundos (OLIVEIRA,1997). Em
seguida foram distribuídos em dois grupos: grupo 1 composto por 25 ovos
armazenados em temperatura ambiente, que foi monitorada. A temperatura no
período da análise variou de 25 ± 3ºC e a umidade relativa do ar variou entre 56 a
78% durante o experimento. O grupo 2 foi composto por 25 ovos refrigerados à
temperatura de 2 à 5ºC. As determinações foram realizadas em triplicata, e os
períodos de armazenamento foram 3, 7, 14, 21 e 28 dias. Dos 25 ovos armazenados
em temperatura ambiente e dos 25 ovos armazenados sob refrigeração, 10 ovos de
cada grupo, foram utilizados para análises microbiológicas, sendo 2 para cada dia
de análise em ambas temperaturas de armazenamento.
3.1 DETERMINAÇÃO DA COMPOSIÇÃO CENTESIMAL.
A composição centesimal foi avaliada empregando-se os métodos propostos
pela Association of Official Analytical Chemists (AOAC), 2000.
3.1.1 Determinação da proteína.
As proteínas foram avaliadas pelo método de Kjeldahl, empregando-se o
fator 6,25 para conversão de N em proteína.
3.1.2 Determinação de Cinzas
Os cadinhos foram previamente padronizados, a amostra foi pesada e
carbonizada até completa cessação de fumaça e foi incinerada em mufla a 550 ˚C
31
até obtenção de cinzas claras. Em seguida as cinzas foram resfriadas em
dessecador e pesadas, obtendo-se a porcentagem de cinzas.
3.1.3 Determinação de umidade
Os pesa filtros foram previamente padronizados e pesados. Após a pesagem
da amostra e pesa-filtros os mesmos foram levados para a estufa a 105˚ C
permanecendo por 5 horas, e após o resfriamento em dessecador foram pesados.
Esta operação de aquecimento e resfriamento repetiu-se até a obtenção de peso
constante.
3.1.4 Determinação de lipídios totais
A determinação de lipídios totais foi realizada pelo método Bligh Dyer (1959).
3.2 AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DO OVO
3.2.1 Espessura da casca (mm)
A espessura de casca foi determinada utilizando cascas quebradas ao meio
incluindo a membrana, após serem lavadas e secas em estufa de circulação forçada
(55
o
C por 6 horas). Para a obtenção da espessura média da casca foram realizadas
4 medidas, sendo 2 nas laterais e 2 nas extremidades (superior e inferior). As
medidas foram realizadas através de um paquímetro (Mitutoyo 0,01-10 mm).
3.2.2 Peso da casca
As cascas dos ovos foram pesadas com balança de precisão.
32
3.2.3 Perda de peso
A perda de peso foi calculada, subtraindo-se o peso final, após o
armazenamento nos dias 3, 7, 14, 21, 28 do peso inicial, no dia da postura, e
dividindo-se esta diferença pelo peso inicial. A porcentagem foi obtida multiplicando
o resultado por 100.
%PP = (Pi - Pf) / Pi x 100
PP = perda de peso
Pi = peso inicial
Pf = peso final
3.2.4 Qualidade Interna do ovo: Unidade Haugh
Foram medidas nos 3
o
, 7
o
,14
o
, 21
o
e 28
o
dias de armazenamento. Os ovos
foram pesados individualmente em balança de precisão e em seguida quebrados
sobre uma mesa especial de acrílico, onde a altura do albúmen foi medida através
de um micrômetro especial. De posse dos dados de peso (g) e altura (mm), calculou-
se a unidade Haugh mediante a seguinte equação:
UH = 100 log [H-
√ G (30w
0,37
– 100) + 1,9]
100
onde:
HU = Unidade Haugh
H = Altura do albúmen em milímetros
W = Peso do ovo em gramas
G = constante gravitacional de valor 32 (BRANT et al, 1951).
33
3.2.5 pH do albúmen e da gema
As medidas de pH do albúmem e da gema foram realizadas no 3
o
, 7
o
,14
o
,
21
o
e 28
o
dia de armazenamento, por meio da introdução direta do eletrodo no
albúmen e na gema. Empregou-se pHmetro digital PG 2000 Gehaka.
3.2.6 Viscosidade
O equipamento empregado nesta análise foi um viscosímetro Brookfield
(Modelo LVF). Devido às características da amostra, empregou-se um adaptador UL
(ultra low). Neste equipamento, um motor síncrono movimenta (com velocidade
constante) um cilindro imerso num fluido e mede o torque necessário para vencer a
resistência do fluido ao movimento rotativo. A unidade de medida é o “centipoise”,
definido com a resistência oferecida por um material que requer a força de um
dina/cm
2
de área para produzir velocidade de cisalhamento igual a um ciclo por
segundo. Foi analisada a viscosidade da clara no 3
o
, 7
o
, 14
o
21
o
e 28
o
dia de
armazenamento. Utilizou-se 6 ml de amostra à temperatura de 25 ºC. Para as claras
foi utilizado Spindle 18 e velocidade de 60 rpm e para gema utilizou-se Spindle 31 e
velocidade de 6 rpm
3.3 FORMAÇÃO E ESTABILIDADE DE ESPUMAS
3.3.1 Capacidade espumante: expansão de volume (CESP)
A capacidade de formação de espuma (evidenciada pela expansão de
volume) foi determinada através do método de Phillips, Haque e Kinsella (1987) e
Phillips e Kinsella (1990), com adaptações do procedimento descrito por Britten e
Lavoie (1992), partiu-se de 100 mL de clara, a 28˚C a qual foi mantida sob agitação
durante 20 minutos em batedeira Walita na velocidade 3, e transferida para proveta
de 1000 mL, para avaliação da estabilidade. A expansão de volume foi calculada
pela equação:
34
CESP% =
100 X
100
(mL) Vo
Vo = volume inicial de espuma incluindo líquido
3.3.2 Estabilidade da espuma (EESP):
A estabilidade da espuma foi avaliada conforme descrito por Patel e Stripp
(1988) e Howell e Taylor (1995). Foram medidos: o volume de líquido drenado, o
colapso da espuma e o tempo em que ocorrerem em ambos os eventos. Os cálculos
foram efetuados pelas equações abaixo:
EESP (%) =
Volume de espuma apos 10 min (mL)
Volume inicial de espuma incluindo volume de liquido (mL)
X 100
Líquido drenado (LD):
LD (%) =
100 X
(mL) solucao de inicial Volume
(mL)min 10 apos drenado liquido de Volume
3.4 AVALIAÇÃO DA QUALIDADE MICROBIOLÓGICA
3.4.1 Pesquisa de Salmonella
Foram pesados 25 ± 0,2 g de gema e em seguida foram adicionados 225 mL
de solução salina peptonada 1% tamponada para diluição. Foi realizado o pré-
enriquecimento. Inoculou-se, simultaneamente, nos meios líquidos seletivos caldo
Rappaport Vassiliadis e caldo selenito cistina e os tubos foram incubados a 41 ±
0,5ºC por 24 a 30 horas.
Isolamento: a partir dos caldos seletivos de enriquecimento, repicou-se
sobre a superfície previamente seca de placas de agar XLD e Bismuth Sulfite
(BRASIL, 1993).
35
3.4.2 Número mais provável de coliformes totais e coliformes termotolerantes em
alimentos
Foram pesados 25 ± 0,2 g de gema e adicionaram-se 225 mL de solução
salina peptonada 0,1% a qual foi homogeneizada por aproximadamente 60
segundos, formando assim, a diluição 10
-1
. A partir da diluição inicial (10
-1
), foram
inoculados volumes de 10 mL em uma série de 3 tubos contendo caldo lauril sulfato
de sódio em concentração dupla (correspondente à diluição 10º). A seguir, foram
inoculados volumes de 1 mL da diluição inicial (10
-1
) em uma série de 3 tubos
contendo caldo lauril sulfato de sódio em concentração simples. A partir da diluição
10
-1
, preparou-ser a diluição 10
-2
em solução salina peptonada 0,1%. Inoculou-se 1
mL da diluição 10
-2
na terceira série de 3 tubos. Os tubos foram incubados a 36 ±
1ºC por 24 a 48 horas. A suspeita de coliformes totais é indicada pela formação de
gás nos tubos de Durhan (mínimo 1/10 do volume total) ou efervescência quando
agitado gentilmente (BRASIL, 1993).
36
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 CONDIÇÕES DE ARMAZENAMENTO E TEMPERATURA
Vinte e cinco ovos utilizados para as analises foram armazenados em
temperatura ambiente, a qual foi monitorada e apresentou variação de 22 à 28ºC e
umidade relativa do ar de 56 à 78%. Outros 25 ovos foram armazenados em
temperatura refrigerada que variou de 2 a 5º.C.
4.2 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL
4.2.1 Composição centesimal da clara
Pode-se comparar a variação da composição centesimal da clara de ovo de
avestruz armazenado em temperatura ambiente e refrigerada (tabela 4). Pode-se
visualizar melhor a variação dos nutrientes de acordo com o tempo de estocagem
nos gráficos 1 e 2.
Observou-se que houve perda gradativa da umidade nas claras dos ovos de
avestruzes, aumentando de acordo com o tempo de estocagem em ambas as
temperaturas de armazenamento, porém a perda de umidade foi maior na
temperatura ambiente.
O efeito da temperatura foi significativo ao nível de 95% (p<0,05) de
confiança, sendo que para os ovos armazenados sem refrigeração houve um
decréscimo gradativo no teor de umidade da clara no decorrer dos 28 dias de
armazenamento. Sob temperatura refrigerada, os níveis de umidade se mantiveram
praticamente estáveis, com alteração significativa a nível de p<0,05 apenas no 28º
dia de armazenamento.
Os teores de proteína da clara dos ovos armazenados sob temperatura
ambiente e refrigerada aumentaram ao longo do armazenamento e diferiram ao nível
de 95% de significância em função da temperatura, e em função do tempo de
armazenamento (p<0,05).
Considerando-se a variação da umidade optou-se por calcular teores de
proteína do albúmen em peso seco. Constataram-se alterações nos períodos
37
armazenados e nas diferentes temperaturas, porém não foi linear. Para 3, 7, 14, 21,
28 dias de armazenamento em temperatura ambiente os teores de proteína foram
respectivamente 79,80%, 72,06%, 75,53%, 84,55% e 84,86%. Já no
armazenamento com refrigeração as concentrações de proteína expressas em peso
seco foram: 69,62%, 74,08%, 79,84% e 80,30% para 7, 14, 21 e 28 dias de
armazenamento respectivamente. Os teores de proteínas em peso seco foram mais
elevados nas amostras armazenadas à temperatura ambiente.
Houve diferença significativa no teor de cinzas ao longo do armazenamento
em ambas as temperaturas, porém ocorreu alteração significativa no teor de cinzas
nos ovos de avestruzes armazenados à temperatura ambiente apenas aos 28 dias
de armazenamento. Já no armazenamento sob refrigeração houve diferença a nível
de 5% (p<0,05) em todos os dias analisados, porém a alteração não foi gradativa
TABELA 4 – COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA CLARA APÓS O ARMAZENAMENTO EM
TEMPERATURA AMBIENTE. E REFRIGERADA
Proteína
Umidade
Cinzas
Tempo
em dias
Refrigeração Média± SD Média± SD Média± SD
3
Com
sem
6,89
a A
± 0,39
7,39
a B
± 0,35
90,06
a A
± 0,32
90,74
a B
± 0,35
0,52
bB
± 0,08
0,51
a A
± 0,05
7 Com
sem
6,99
a A
± 0,52
7,43
a B
± 0,27
89,96
a A
± 0,28
89,69
b A
± 1,13
0,51
a A
± 0,05
0,50
a A
± 0,17
14 Com
sem
7,52
b A
± 0,03
8,09
b B
± 0,15
89,89
a A
± 0,56
89,29
bB
± 0,56
0,51
a A
± 0,13
0,50
a A
± 0,06
21 Com
sem
8,12
c A
± 0,74
9,14
c B
± 0,27
89,83
a A
± 0,71
89,09
c B
± 0,27
0,52
b B
± 0,07
0,51
a A
± 0,16
28 Com
sem
8,32
d A
± 1,57
9,31
d B
± 0,28
89,64
b A
± 0,35
89,03
c B
± 0,2
0,53
a B
± 0,04
0,49
a A
± 0,05
*Medias seguidas de letras minúsculas diferentes nas colunas diferem
significativamente pelo teste de Tukey com 95% de significância em relação ao
tempo de armazenamento. Letra Maiúscula diferentes nas colunas diferem
significativamente pelo teste de Tukey com 95% de significância em relaçãoà
temperatura SD = Desvio Padrão.
38
0
2
4
6
8
10
3 7 14 21 28
Tempo de armazenamento (dias)
Composição (%)
88
89
89
90
90
91
91
Umidade (%)
Proteína Cinzas pH Umidade
GRÁFICO 1 - COMPOSIÇÃO DA CLARA EM TEMPERATURA AMBIENTE
0
2
4
6
8
10
7142128
Tempo de armazenamento (dias)
Composição (%)
89
90
90
90
90
90
90
Umidade (%)
Proteina Cinzas pH Umidade
GRÁFICO 2 -COMPOSIÇÃO DA CLARA EM AMBIENTE REFRIGERADO
4.2.1 Composição centesimal da gema
Conforme se verifica na tabela 5 e gráficos 3 e 4 houve perda de umidade e
aumento de proteína e lipídeos. Na composição centesimal da gema houve
interação do tempo de armazenamento e da temperatura de armazenamento. Esta
variação foi mais evidente à temperatura ambiente do que sob refrigeração.
Acredita-se que esta alteração ocorreu em parte pela perda de umidade e outra
parte pelo fato de o ovo ser um ser unicelular e de avestruzes diferentes, com dietas
idênticas, mas por serem, seres únicos possuem metabolismos diferentes,
39
ocorrendo assim naturalmente pequena variação da composição centesimal do ovo
de avestruz.
TABELA 5 – COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA GEMA APÓS O ARMAZENAMENTO EM
TEMPERATURA AMBIENTE e REFRIGERADO.
Proteína Umidade Cinzas Lipídios
Tempo
em dias
Refrigeração
Média
±SD Média±SD Média ±SD
Média±SD
3 Com
sem
13,69
a A
± 0,27
14,39
a B
± 0,26.
51,45
a A
± 0,26.
51,76
a A
± 0,39
1,77
a A
± 0,15
1,68
a B
± 0,03
25,01
a A
± 0,68
25,83
a A
± 0,07
7 Com
sem
13,73
a A
± 0,73.
15,76
b B
± 0,47
51,30
a A
± 1,01
50,66
b B
± 1,67
1,84
a A
± 0,11
1,87
b A
± 0,03
25,71
a A
±0,93
26,46
b
± 0,30
14 Com
sem
14,72
b A
±0,55
15,96
b B
± 0,50
50,39
b A
± 0,37
50,38
b A
± 1,65
1,78
b A
±0,07
1,78
c A
± 0,07
26,67
b A
± 0,29
26,73
b A
± 0,29
21 Com
sem
15,30
c A
±0,95
16,09
c B
± 0,63
47,89
a A
±1,08
49,39
c B
± 0,23
1,93
c A
±0,04
1,86
b B
±0,04
26,73
b A
±0,15
26,76
b A
± 0,33
28 Com
sem
16,26
d A
± 1,05
16,61
d A
± 0,75
47,14
d A
± 1,07
48,39
d B
± 0,18
1,84
a A
± 0,09
1,95
d B
± 0,04
27,84
c A
±0,51
27,09
c B
± 0,09
*Medias seguidas de letras minúsculas diferentes nas colunas diferem
significativamente pelo teste de Tukey com 95% de significância em relação ao
tempo de armazenamento. Letra Maiúscula diferentes nas colunas diferem
significativamente pelo teste de Tukey com 95% de significância em relaçãoà
temperatura SD = Desvio Padrão.
As amostras de ovo de avestruz analisadas atenderam à Resolução 005 de
1991, baseada no decreto N˚ 99427 de 1990 do Ministério da Agricultura Pecuária e
Abastecimento que determina: “a gema do ovo na forma líquida deve conter no
mínimo 43% de sólidos totais, pH entre 6,0 e 7,0; máx. de 1,8% de cinzas; mínimo
de 13% de proteínas e mínimo de 27,5% de gordura. O albúmen também na forma
líquida deve conter no mínimo 11% de sólidos totais, pH entre 8,5 e 9,8; máx. de
0,7% de cinzas; mínimo de 9,5% de proteínas e mínimo de 0,03% de gordura”.
A exceção foi o teor de lipídios da gema de ovo de avestruz, cujos valores
variaram de 25,83% para sete dias de armazenamento a 27,09% para 28 dias de
armazenamento. O fato do teor de lipídios da gema de ovo de avestruz ser inferior
40
ao encontrado nos ovos de galinha pode ser considerado positivo, considerando que
hoje existe elevada preocupação com o aumento da obesidade e das doenças
cardiovasculares pelo consumo excessivo de alimentos gordurosos. O teor de
proteína da clara de ovo de avestruz encontrado foi inferior ao apresentado por ovos
de galinha variando de 7,39% de proteína para três dias de armazenamento e 9,31%
para 28 dias de armazenamento, enquanto o ovo de galinha contém em média
10,44% de proteína.
0
5
10
15
20
25
30
3 7 14 21 28
Tempo de armazenamento (dias)
Composição (%)
0
10
20
30
40
50
60
Umidade (%)
Proteína Cinzas Lipídios Umidade pH
GRÁFICO 3 - COMPOSIÇÃO DA GEMA EM TEMPERATURA AMBIENTE
GRÁFICO 4 - COMPOSIÇÃO DA GEMA EM AMBIENTE REFRIGERADO
0
5
10
15
20
25
30
7142128
Tempo de armazenamento (dias)
Composição (%)
0
10
20
30
40
50
60
Umidade (%)
Proteina Cinzas Lipídios Umidade pH
41
A composição química da clara e da gema do ovo de avestruz e de galinha é
bastante semelhante conforme se pode observar na tabela 6 adaptada da tabela de
composição centesimal da Universidade de São Paulo (USP). Verifica-se uma
diferença expressiva no teor de cinzas tanto da clara como da gema de ambas as
espécies. Outro componente que apresentou diferença considerável foi a proteína
da clara, sendo que a concentração de proteínas na clara de ovo de galinha supera
a de ovo de avestruz em torno de 30%.
TABELA 6 - COMPOSIÇÃO QUÍMICA DA CLARA E DA GEMA DE GALINHA EM SEPARADOS
COMPOSIÇÃO CLARA
GALINHA
CLARA
AVESTRUZ
GEMA
DE GALINHA
GEMA de
AVESTRUZ
Umidade 87,09 89,88 50,69 49,80
Proteína 10,44 8,14 15,71 15,2
Lipídeo 0,3 ------ 27,63 26,57
Cinzas 0,76 0,51 1,69 1,80
Fonte – Torres et al., 2000.
4.2 AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DO OVO
4.2.1. PESO DOS OVOS
Houve variação significativa no peso dos ovos utilizados nas análises. Isto já
era esperado pelo ovo ser um corpo unicelular, formado no ovário ou oviduto, sendo
assim cada ovo apresenta peso diferenciado. O peso dos ovos de avestruzes variou
de 1.328,10 a 1.478,52 gramas.
A idade da ave, a época de postura e a dieta foram relatadas como fatores
que influenciam a qualidade interna do ovo, o peso dos ovos e a proporção de seus
componentes. Com o aumento da idade da ave há um correspondente aumento do
peso do ovo e, consequentemente, do peso da clara e da gema
(YANNAKOPOULOS et al., 1998; PEEBLES et al., 2000).
42
4.2.2 PERDA DE PESO
Como mostra a tabela 7 e 8 e os gráficos 5 e 6 podemos observar que
houve uma crescente perda de peso durante os dias de armazenamento tanto à
temperatura ambiente quanto em temperatura refrigerada, porém a perda de peso foi
mais evidente à temperatura ambiente
TABELA 7 – PERDA DE PESO, ESPESSURA DA CASCA, ESPESSURA DA MEMBRANA E
UNIDADE HAUGH DE OVOS ARMAZENADOS EM TEMPERATURA AMBIENTE.
Perda de peso
(g)
Espessura da
Casca (mm)
Espessura da
Membrana (mm)
Unidade Haugh
Tempo
em dias
Média
± SD
Média± SD
Média± SD
Média± SD
3
3,60
a
± 0,36
1,83
a
± 0,17
0,09
b
± 0,03
110,09
a
± 2,12
7
18,38
b
± 2,13
1,81
a
± 0,05
0,06
a
± 0,02
98,76
b
± 3,75
14
28,17
c
± 4,06
2,05
c
± 0,21
0,10
b
± 0,02
95,06
c
± 1,01
21
50,65
d
± 1,61
1,82
a
± 0,19
0,08
b
± 0,02
87,02
d
± 4,21
28
55,14
e
± 0,49
1,95
b
± 0,8
0,07
a
± 0,01
------
*Médias seguidas de letras diferentes nas colunas diferem significativamente pelo
teste de Tukey com 95% de significância. SD = Desvio Padrão
TABELA 8 – PERDA DE PESO, ESPESSURA DA CASCA, ESPESSURA DA MEMBRANA E
UNIDADE HAUGH DE OVOS ARMAZENADOS SOB REFRIGERAÇÃO
Perda de
peso(g)
Espessura da
Casca (mm)
Espessura da
Membrana (mm)
Unidade Haugh
Tempo
em dias
Média
±SD
Média±SD
Média± SD
Média± SD
3
3,60
a
±0,36
1,83
a
± 0,17
0,09
a
± 0,03
110,09
a
± 2,12
7
14,50
b
± 0,86
1,98
b
± 0,18
0,10
a
± 0,01
106,97
b
± 5,02
14
20,74
c
± 3,13
1,96
b
± 0,6
0,09
a
± 0,04
100,48
c
± 1,48
21
38,95
d
± 2,15
1,88
a
± 0,13
0,10
a
± 0,03
103,97
c
± 0,02
28
54,24
e
± 2,83
1,96
b
± 0,12
0,10
a
± 0,02
97,70
d
± 0,33
* Médias seguidas de letras diferentes nas colunas diferem significativamente pelo
teste de Tukey com 95% de significância. SD = Desvio Padrão
43
Houve 0,3% de perda nos primeiros três dias de armazenamento em
temperatura ambiente e 1,47, 2,57, 3,8 e 4,94% de perda de peso para 7, 14, 21 e
28 dias, respectivamente. Já a perda de peso em temperatura refrigerada, ocorreu
de maneira menos significativa 1,2, 1,6, 2,5 e 3,6% para os seguintes dias sob
refrigeração 7, 14, 21 e 28. Houve interação do tempo e temperatura na perda de
peso dos ovos de avestruzes durante o armazenamento conforme expresso no
gráfico 5 e 6.
y = 0,0016x - 0,0053
R
2
= 0,9794
0%
1%
2%
3%
4%
5%
6%
Período de armazenamento (dias)
Perda de peso (%)
re f rig era do am biente
3
7
14 21 28
GRÁFICO 5 – PERDA DE PESO (%) EM RELAÇÃO AO TEMPO DO DE ARMAZENAMENTO EM
TEMPERATURA AMBIENTE E REFRIGERADA
y = 13 ,7 43x - 2,25
R
2
= 0, 967 7
y = 16, 276x - 0,105
R
2
= 0,9801
0
20
40
60
80
100
37142128
Tempo (dias)
Perda de peso (g)
Perda de peso (g) s/refrig. Perda de peso (g) c/refrig.
GRÁFICO 6 – PERDA DE PESO (g) EM RELAÇÃO AO TEMPO DO DE ARMAZENAMENTO EM
TEMPERATURA AMBIENTE E REFRIGERADA
44
Singh e Panda (1990) avaliaram a perda de peso em ovos armazenados a 5
± 1 ºC e a 32 ± 2 ºC e confirmaram que a perda de peso foi mais acentuada em ovos
armazenados em temperatura ambiente. A perda de peso em ovos armazenados a
32 ± 2 ºC foi de 3,57 g após sete dias, alcançando 9,25 g em 21 dias de
armazenamento. Para ovos armazenados a 5 ± 1 ºC, após 14 dias, a perda de peso
foi de 2,16 g, e após oito semanas foi de 10,03 g.
Cepero et al. (1995) encontraram perda de peso de 1,5 g, ou seja, 2,2% para
ovos armazenados durante 28 dias à temperatura de 4ºC. Para os ovos
armazenados a 18 ºC, ocorreu perda de 3,5 g (5,1%), principalmente após 14 dias
de armazenamento. Os ovos armazenados a 32 ºC perderam cerca de 8,5 g (12,5%)
e cerca de 40% desta perda de peso ocorreu na primeira semana de
armazenamento.
Durante o armazenamento, ocorre a perda de peso em ovos, devido à
transferência de umidade do albúmen para o ambiente externo, por meio da casca
(AHN; KIM; SHU, 1997; SCOTT; SILVERSIDES, 2000; SILVERSIDES; BUDGELL,
2004; FARIA; FILHO; RIZZO, 2005).
4.2.3 ESPESSURA DA CASCA
De acordo com Carrer et al., 2004 o ovo de avestruz possui casca
extremamente espessa variando de 1,5 a 3,0mm. O resultado encontrado na
pesquisa (tabela 9 e 10) foi semelhante ao encontrado pelo autor, porém a variação
da espessura foi menor, ficando entre 1,81 e 2,05mm. Já a espessura da membrana
variou entre 0,06 e 0,10mm.
Baião e Cançado (1999) avaliaram o efeito da adição de níveis crescentes
de DL-metionina na dieta sobre o desempenho de poedeiras comerciais e não houve
diferenças significativas (p<0,05) entre as médias para conversão alimentar e
espessura da casca do ovo as quais variaram de 0,3703 a 0,3735mm. Como
podemos observar a espessura da casca do ovo de avestruz é bem maior do que a
casca do ovo de galinha. A casca do ovo de avestruz chega a ser em média 518%
mais espessa do que o ovo de galinha.
45
TABELA 9 – PERDA DE PESO, ESPESSURA DA CASCA, ESPESSURA DA MEMBRANA E
UNIDADE HAUGH EM TEMPERATURA AMBIENTE.
Perda de peso
(g)
Espessura da
Casca (mm)
Espessura da
Membrana (mm)
Unidade Haugh
Tempo
em dias
Média
± SD
Média± SD
Média± SD
Média± SD
3
3,60
± 0,36
1,83± 0,17
0,09± 0,03
110,09
a
± 2,12
7
18,38
± 2,13
1,81± 0,05
0,06± 0,02
98,76
b
± 3,75
14
28,17
± 4,06
2,05± 0,21
0,10± 0,02
95,06
c
± 1,01
21
50,65
± 1,61
1,82± 0,19
0,08± 0,02
87,02
d
± 4,21
28
55,14
± 0,49
1,95± 0,8
0,07± 0,01
------
* Médias seguidas de letras diferentes nas colunas diferem significativamente pelo
teste de Tukey com 95% de significância. SD = Desvio Padrão
4.2.4. UNIDADE HAUGH
A análise dos dados experimentais indicou interação significativa (p<0,05)
entre o tempo e condições de armazenamento dos ovos. A partir do sétimo dia de
armazenamento (tabela 9 e 10), ovos armazenados em temperatura ambiente,
apresentaram valores inferiores de Unidades Haugh do que os mantidos em
geladeira. Isso se justifica, em parte, pela influência da temperatura, uma vez que a
fluidificação do albúmen é acelerada com o aumento da temperatura.
Os resultados para as unidades Haugh encontrados para os ovos frescos no
presente estudo estavam acima de 72 UH, o que é característico de ovos de boa
qualidade. Os valores de unidades Haugh obtidos foram superiores aos relatados
por Silversides et al. (1993) e Tharrington et al. (1999) para ovos de galinha.
O Departamento de Agricultura dos Estados Unidos considera valores de
unidades Haugh superiores que 72, entre 60 e 72 e abaixo de 60 para ovos de boa,
intermediária e de baixa qualidade, respectivamente.
Silversides e Scott (2001), estudando o tempo de estocagem dos ovos
observaram perda progressiva na qualidade dos ovos com o passar dos dias (1 a 10
dias de avaliação). Os autores observaram alterações no peso dos ovos e nas
porcentagens de casca, albúmen, e gema. A altura e pH do albúmen também
sofreram queda na qualidade com o passar do tempo. Pode ser observado nas
46
tabelas 7 e 8 que houve queda significativa na Unidade Haugh em relação ao tempo
de armazenamento, sendo que os mantidos em temperatura ambiente apresentaram
maior queda nos valores de Unidades Haugh do que os armazenados sob
refrigeração. Provavelmente, essa perda de qualidade em função do tempo, tenha
sido causada pela perda de CO
2
, provocando aumento do pH e fluidificação do
albúmen. Além disso, com o aumento da temperatura, o ovo transpira intensificando
a perda de CO
2
e água para o meio (GONZALES MATEOS; BLAS BEORLEGUI,
1991). De acordo com Brugalli, et al. (1998), após 48 horas de oviposição, os ovos
armazenados em geladeira apresentam melhor qualidade interna do que os ovos
armazenados em temperatura ambiente.
Segundo Silva (2006) as características avaliadas nos ovos como unidade
Haugh e altura do albúmen, tiveram diminuição na qualidade de acordo com o
avançar das semanas, independente do ambiente armazenado. No entanto, a
velocidade de queda na qualidade do ovo é mais acentuada para os ovos
armazenados em ambiente natural. Em ambiente refrigerado os ovos foram
mantidos em melhor qualidade por mais tempo. Alleoni e Antunes (2001) também
observaram diminuição mais acentuada na altura do albúmen em ovos armazenados
a 25 ºC quando comparados àqueles armazenados a 8 ºC.
De acordo com Fernandes; Guarato e Murakami (1993) a deterioração da
qualidade dos ovos é uma função direta do tempo de armazenamento. A
temperatura é fator primordial na armazenagem dos ovos para consumo, de maneira
a reduzir a perda de qualidade interna e preservar o seu valor nutricional. À
temperatura de geladeira (5ºC) a perda da qualidade interna do ovo ocorre mais
lentamente e em níveis inferiores àqueles observados quando os ovos são mantidos
em temperatura ambiente (25ºC).
Apesar de a Unidade Haugh obtida no presente estudo mostrar perda
gradativa de acordo com o tempo de armazenamento e esta perda ser mais
acentuada em temperatura ambiente. Pode-se observar que a unidade Haugh deve
possuir parâmetros diferenciados para ovos de avestruzes, pois, o valor máximo de
Unidade Haugh não pode ultrapassar a 100. Este fato ocorreu neste estudo, o valor
máximo de unidade Haugh encontrado para ovos de avestruzes foi 110,09. Outra
evidencia constatada de que a unidade Haugh deve possuir valores de referências
diferenciados dos ovos de galinhas é que no período de 28 dia de armazenamento
em ambiente refrigerado os ovos apresentaram unidade Haugh de 97,70, sendo
47
classificado como excelente qualidade, quando já apresentava algumas evidencias
de deterioração. Conforme mostra o gráfico 7 houve relação significativa entre tempo
e temperatura. Os gráficos 8 e 9 evidenciam que existe correlação entre a perda de
peso e Unidade Haugh em ambas as temperaturas de armazenamento.
y = -0,7291x + 115,96
R
2
= 0,9642
0
20
40
60
80
100
120
Tempo de armazenamento (dias)
Unidade Haugh
Ambiente Refrigerado
3
7142128
GRÁFICO 7– UNIDADE HAUGH EM RELAÇÃO AO TEMPO DE ARMAZENAMENTO EM
TEMPERATURA AMBIENTE E REFRIGERADO
y = -1,4582x + 115,96
R
2
= 0,9642
60
70
80
90
100
110
120
Perda de peso (%)
Unidade Haugh
3d
7d
14d
21d
2,7% 1,5% 1,9% 3,8% 4,9%
GRÁFICO 8 – UNIDADE HAUGH E PERDA DE PESO EM TEMPERATURA AMBIENTE
48
y = -0,626x + 110,11
R
2
= 0,9983
60
70
80
90
100
110
120
Perda de peso (%)
Unidade Haugh
3d
7d
14d
21d
28
d
1,2% 1,5% 2,5%
3,6%
0
GRÁFICO 9 – UNIDADE HAUGH E PERDA DE PESO EM TEMPERATURA REFRIGERADA
4.2.5 pH
O pH do albúmen foi menor nos ovos refrigerados comparado ao dos ovos
em temperatura ambiente para todos os períodos de estocagem. Em ambos os
grupos houve aumento dos valores de pH de albúmen ao longo do tempo de
armazenamento. A variação foi de 14,4% no pH de albúmen armazenado em
temperatura ambiente apresentando valores de pH 8,09 no albúmen de ovos com
três dias de armazenamento e pH 9,45 com 28 dias de armazenamento. Já no
armazenamento refrigerado esta variação foi menor apenas 8,5% apresentando pH
de 8,30 no sétimo dia de armazenamento e pH 8,84 para 28 dias de
armazenamento. O gráfico 10 apresenta estas informações e mostra correlação
linear da variação do pH com o tempo de armazenamento com e sem refrigeração.
De acordo com a literatura (STADELMAN; COTTERILL, 1977; SOLOMON,
1991; ENSMINGER, 1992; ALLEONI; ANTUNES, 2001; ORDÓNEZ, 2005), o pH de
ovos frescos é de aproximadamente 7,8, podendo atingir até 9,5 durante um
armazenamento prolongado.
49
y = 0,0462x + 8,1433
R
2
= 0,8837
y = 0,0249x + 8,2
R
2
= 0,891
7,5
8,0
8,5
9,0
9,5
0 7 14 21 28
Período de armazenamento (dias)
pH
ambiente
refrigerado
GRÁFICO 10 – VARIAÇÃO DE pH COM O TEMPO DE ARMAZENAMENTO EM TEMPERATURA
AMBIENTE E REFRIGERADA
O pH do albúmen aumenta com a perda de CO
2
do ovo (BURLEY;
VADEHRA, 1989) e também quando aumenta a temperatura de armazenagem
(GOODRUM et al., 1989). A camada fina do albúmen pode ser uma barreira primária
para a difusão gasosa durante a incubação tardia e manter a qualidade do albúmen
podendo prevenir a difusão livre do CO
2
em longos períodos de armazenamento.
Mesmo mantendo o pH do albúmen ocorre declínio na altura do albúmen (WALSH et
al., 1995). Silversides e Scott (2001) concluíram que o pH do albúmen aumenta com
o tempo de estocagem, mas não aumenta com a idade do animal.
Na gema, as mudanças de pH oscilam entre valores de seis para gema
fresca de ovo de galinha e 6,5 em 18 dias de armazenamento (ORDÓÑEZ et al.,
2005).
As perdas de qualidade são menores quanto mais baixa é a temperatura de
armazenamento e quanto menores são as perdas de água e de CO
2
. Por isso, o
armazenamento em frigoríficos deve ser realizado entre 0 a 1,5 ˚C e 85 a 90% de
umidade relativa. Nestas condições, podem ser conservados durante seis a nove
meses com perdas de peso que oscilam entre 3 a 6,5% (ORDÓÑEZ et al., 2005).
50
4.2.6 Viscosidade
Os gráficos 9 e 10 mostram que houve decréscimo da viscosidade da clara
em relação ao tempo de armazenamento e o fator temperatura também foi
importante, O efeito sobre a viscosidade da clara foi mais acentuado nos ovos
armazenados em temperatura ambiente. A viscosidade inicial foi de 183 cp para três
dias de armazenamento reduzindo para 74,1 em 28 dias de armazenamento em
temperatura refrigerada e para 23,9 cp para 28 dias em temperatura refrigerada. De
acordo com Ordóñez et al. (2005) durante o armazenamento dos ovos, a clara sofre
aumento do pH de valores de 7,6 a 9,2 em apenas três dias de armazenamento,
isso se deve à perda de dióxido de carbono através dos poros da casca. Esse
aumento de pH provoca ruptura da estrutura de gel característica da camada densa
da clara, e, por isso, perde-se um dos tributos de qualidade do ovo: a consistência
ou viscosidade da clara. Como conseqüência do decréscimo da viscosidade da
clara, a gema ascende, a forma esférica da gema se achata, e a membrana
envolvente rompe-se com facilidade quando o ovo é quebrado. As perdas de
qualidade são menores quanto mais baixas são as temperaturas de armazenamento
e quanto menores forem as perdas de água e CO
2
.
Vários mecanismos têm sido propostos na tentativa de explicar a perda de
viscosidade da clara com o envelhecimento do ovo, dentre eles (SGARBIERI, 1996):
• interação da mucina com a lisozima, diminuindo a solubilidade dessas
proteínas;
• diminuição da quantidade de complexo ovomucina–lisozima em pH mais
alcalino, diminuindo a viscosidade da solução coloidal de proteínas da clara;
• cisão redutiva de ligações dissulfeto com a elevação do pH;
• perda de carboidrato das moléculas de ovomucina;
• mudança na solubilidade da ovalbumina que representa mais que 50% das
proteínas da clara;
• perda de consistência por interação da glicose com proteínas da clara;
• perda de ácido siálico ligado às proteínas.
51
y = -38,201x + 213,04
R
2
= 0,9811
y = -27,332x + 204,79
R
2
= 0,9834
0
50
100
150
200
8,09 8,747 8,75 9,06 9,45
pH
Viscosidade (centipoise)
Ambiente Refrigerado
GRÁFICO 11 – VISCOSIDADE DA CLARA EM RELAÇÃO AO pH DA CLARA EM TEMPERATURA
AMBIENTE E REFRIGERADA.
Também foi evidenciado aumento de fluidez na gema do ovo de avestruz em
função do tempo e da temperatura. A gema naturalmente é mais espessa do que o
albúmen. Inicialmente aos três dias de armazenamento apresentou 5.859 cp e
diminuiu para 2.413,5 aos 28 dias de armazenamento em temperatura refrigerada e
para 1.320 para o mesmo período de armazenamento em temperatura ambiente.
Pode-se visualizar melhor esta perda de viscosidade da gema no gráfico12.
y = -1063,2x + 6267,3
R
2
= 0,9263
y = -838,95x + 6874,8
R
2
= 0,9731
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
3 7 14 21 28
Tempo (dias)
Viscosidade (centipo ise)
Ambiente Refrigerado
GRÁFICO 12- VISCOSIDADE DA GEMA EM RELAÇÃO AO TEMPO DE ARMAZENAMENTO EM
TEMPERATURA AMBIENTE.E REFRIGERADÃ
52
4.3 FORMAÇÃO E ESTABILIDADE DE ESPUMAS
4.3.1 Capacidade espumante
Como mostra o gráfico 13 a capacidade espumante aumentou ao longo do
armazenamento sendo mais elevada na temperatura ambiente. Este fato é explicado
pelas alterações químicas e físicas que ocorrem durante o armazenamento,
principalmente na viscosidade e pH. Pardi (1977) comenta, em seu trabalho, que
ovos frescos, mesmo armazenados em temperatura ambiente, produzem menor
volume de espuma da clara, porém com maior estabilidade. Conseqüentemente, há
a formação de um menor volume de liquido drenado. Isto ocorre porque, segundo
Pandey et al. (1982), com o passar do tempo, a mucina vai sendo degradada com o
aumento do pH do albúmen. Lesson e Coston (1997) completam esta explicação
relatando ainda que, com a diminuição da quantidade de mucina diminui também a
estabilidade da espuma da clara devido a pouca presença desta proteína para a
formação das bolhas de ar que compõem a espuma. Os resultados obtidos no
presente trabalho estão de acordo, pois a capacidade espumante inicial de 600% foi
menor do que a encontrada com 28 dias de armazenamento à temperatura ambiente
(840%) e sob temperatura refrigerada (830%).
y = 67x + 555
R
2
= 0,9407
y = 57x + 557
R
2
= 0,9822
500
550
600
650
700
750
800
850
900
37142128
Tempo (dias)
Capacidade
espumante (%)
Ambiente
Refrigerado
GRÁFICO 13 – CAPACIDADE ESPUMANTE EM RELAÇÃO AO TEMPO DE ARMAZENAMENTO
NAS TEMPERATURAS AMBIENTE E REFRIGERADO
As propriedades espumantes da clara do ovo estão relacionadas com as
características das cargas das proteínas. A lisozima carregada positivamente, devido
53
ao seu ponto isoelétrico igual a 10,7 desempenha papel vital na formação e
estabilidade da espuma do albúmen do ovo (POOLE et al. 1984). Durante a
formação de espuma, acredita-se que a lisozima e outras proteínas carregadas
negativamente migram para interface ar-líquido. Nesta interface, a lisozima interage
eletrostaticamente com outras proteínas carregadas negativamente, ocasionando a
redução das interações eletrostáticas repulsivas no filme protéico, e assim ocorre a
estabilização da espuma do albúmen (CLARCK et al., 1988; DAMODARAN et al.,
1998).
4.10 Estabilidade da espuma (liquido drenado)
O liquido drenado aumentou de acordo com o tempo de permanência da
espuma, o que é natural, pois com o passar do tempo, os filmes começam
progressivamente a afinar e a se romper, perdendo fluido através da drenagem,
resultando em um colapso da espuma (PHILLIPS, 1981). Foi observado que o
liquido drenado foi aumentando de acordo com o tempo de armazenamento, porém
não houve diferença significativa a nível de 5% em relação à temperatura de
estocagem. Os gráficos 14 e 15 exibem o que foi descrito acima.
Geralmente, os filmes mais fortes que atuam na interface ar-água são obtidos
a valores de pH próximos ao ponto isoelétrico da maioria das proteínas (HALLING,
1981). O aumento da estabilidade da espuma de muitas proteínas está na faixa do
ponto isoelétrico (PHILLIPS; KINSELLA, 1990).
Ao longo do tempo de armazenamento em ambas as temperaturas foi
evidenciado o aumento de pH, e, a diferença de pH entre a temperatura de
armazenamento foi aumentando proporcionalmente ao tempo, tendo uma elevação
de pH mais evidente na temperatura ambiente.
Observou-se que durante o período de armazenamento ocorreu, junto com o
aumento do pH, a elevação do volume do líquido drenado. Este alto valor do líquido
drenado está correlacionado com o aumento do pH da clara, o qual está relacionado
com a diminuição da viscosidade do albúmen. Conseqüentemente interfere na
viscosidade do fluido lamelar, que ocasiona uma aproximação entre os filmes das
bolhas adjacentes, acarretando a ruptura e a coalescência dessas bolhas de ar,
54
originando a drenagem do líquido e a desestabilização da espuma (PHILLIPS;
WHINTEHEAD; KINSELLA, 1994).
y = 6x + 11
R
2
= 0,973
y = 4,2x + 11,6
R
2
= 0,9757
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
3 7 14 21 28
Tempo (dias)
Liquido drenado
Ambiente
Refri gerado
GRÁFICO 14 - LÍQUIDO DRENADO EM FUNÇÃO AO TEMPO DE ARMAZENAMENTO NAS
TEMPERATURAS AMBIENTE E REFRIGERADO NO TEMPO DE 30 MINUTOS
DE REPOUSO.
y = 9,5x + 28,5
R
2
= 0,9704
y = 6,9x + 27,7
R
2
= 0,9894
0
10
20
30
40
50
60
70
80
3 7 14 21 28
Tempo (dias)
Liquido drenad
o
Ambiente Refrigerado
GRÁFICO 15 - LÍQUIDO DRENADO EM FUNÇÃO AO TEMPO DE ARMAZENAMENTO NAS
TEMPERATURAS AMBIENTE E REFRIGERADO NO TEMPO DE 60 MINUTOS DE
REPOUSO
55
Também podemos evidenciar que houve o crescente aumento de líquido
drenado com o passar do tempo em ambas as temperaturas de armazenamento,
apresentando após 30 minutos de repouso 15mL para três dias de armazenamento
e aumentando para 32mL em 28 dias de armazenamento em temperatura
refrigerada e 40mL para o mesmo período em temperatura ambiente. Em 60 minutos
de repouso apresentou 35mL de líquido drenado para três dias de armazenamento e
62mL e 75mL de líquido drenado para 28 dias de armazenamento na temperatura
ambiente e refrigerada respectivamente.
Podemos observar um aumento de líquido drenado de 77% e 114% para 28
dias de armazenamento em temperatura ambiente e refrigerado respectivamente
comparando com o líquido drenado nos ovos com três dias de armazenamento.
Alleoni (1997) citou que, em seu experimento com ovos de galinha mantidos
em temperatura ambiente e refrigerada, o volume drenado passou de 1,17mL para
4,68 e 9,25mL, respectivamente, após 14 dias de armazenamento. Barbiratto (2000)
também constatou um aumento de 10mL para 13 e 25mL para 26 dias de
armazenamento, ou seja, houve um aumento de 30% para temperatura refrigerada e
150% para os de temperatura ambiente.
Alleoni e Antunes (1999) estudaram o efeito da temperatura e do período de
armazenamento sobre as propriedades funcionais da clara de ovo de galinha. As
temperaturas usadas foram: ambiente (25°C) e refrigeração (8°C) durante 21 dias.
As propriedades funcionais do ovo decresceram com o armazenamento à
temperatura ambiente e estas, em condições de refrigeração, foram inferiores às dos
ovos frescos. Em ovos com 14 dias de armazenamento à temperatura de 25°C,
obtiveram maior solubilidade e menor estabilidade da espuma, dureza do gel e
qualidade da clara.
56
4.4 MICROBIOLOGIA DO OVO
As análise microbiológicas nas quais foram avaliados os microrganismos:
Salmonella, Staphilococcus e Coliformes totais apresentaram resultados negativos
para todas as amostras analisadas como mostra a tabela 10. Desta forma,
enquadra-se como “de acordo com os padrões legais vigentes” na Resolução RDC
12 da ANVISA 2 de janeiro de 2001 (Regulamento Técnico sobre Padrões
Microbiológicos para Alimentos), a qual exige para ovo integro (com casca) a
ausência de Salmonella, e para gema, clara ou suas misturas, pasteurizadas,
resfriadas ou congeladas, com ou sem açúcar, sal e outros aditivos ausência de
Salmonella, Coliformes a 45ºC /mL tolerância de 1c/ml e 5x10 Staphilococcus
coagulase positiva por ml.
TABELA 10 – ANÁLISE BACTERIOLÓGICA PARA MICRORGANISMOS PATOGÊNICOS
Salmonella
Temperatura
Coliformes Totais
Temperatura
Tempo
em dias
Ambiente Refrigerada Ambiente Refrigerada
3 Ausente Ausente Ausente Ausente
7 Ausente Ausente Ausente Ausente
14 Ausente Ausente Ausente Ausente
21 Ausente Ausente Ausente Ausente
28 Ausente Ausente Ausente Ausente
57
7 CONCLUSÕES
Ao término do estudo para determinar a vida de prateleira do ovo de
avestruz armazenado em temperatura ambiente e sob refrigeração, foi possível
concluir:
- Houve alteração da composição centesimal durante ao armazenamento, a
umidade apresentou maior variação, sendo mais significativa na temperatura
ambiente.
- Observou-se perda de peso durante o armazenamento.
- Ocorreu queda da Unidade Haugh em relação ao tempo de armazenamento,
e na temperatura ambiente a queda de Unidade Haugh foi mais evidente.
- O pH aumentou durante o armazenamento, notadamente em temperatura
ambiente.
- A capacidade espumante aumentou durante o período de armazenamento em
ambas as temperaturas.
- Em temperatura ambiente o volume de liquido drenado foi maior do que os
armazenados em temperatura refrigerada em todos os períodos de
armazenamento.
- Os ovos não estavam contaminados internamente com os microorganismos:
Salmonella, Coliformes totais, Stafilococcus Aureus e nem houve aumento da
carga microbiana ao longo do armazenamento.
- A vida de prateleira do ovo de avestruz em temperatura ambiente 25 ±3ºC é
de em média 21 dias.
- O ovo de avestruz na temperatura de refrigeração 2ºC à 5ºC manteve boa
qualidade interna, podendo ser armazenado por mais tempo, mostrando
assim, que a refrigeração é eficaz para aumentar a vida de prateleira do ovo
de avestruz.
58
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