ads:
i
UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS GENÉTICOS VEGETAIS
ARLINDO RECH FILHO
Biorreatores de imersão temporária e unidades
encapsuláveis como ferramentas na consolidação de
protocolos de micropropagação de bromélias
Dissertação de mestrado apresentada à
Universidade Federal de Santa Catarina, como
parte dos requisitos necessários para a obtenção do
título de Mestre em Recursos Genéticos Vegetais
no Centro de Ciências Agrárias.
Orientador: Prof. Dr. MIGUEL PEDRO GUERRA.
FLORIANÓPOLIS-SC, AGOSTO DE 2004.
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
ii
“O Senhor é meu Pastor, nada me faltará...” (Salmo 23).
“Direi do Senhor: Ele é meu Deus, o meu refúgio, a
minha fortaleza, e nele confiarei. Porque ele te livrará do
laço do passarinheiro, e da peste perniciosa... Não terás
medo do terror da noite nem da seta que voa de dia, nem
da peste que anda na escuridão, nem da mortandade que
assola ao meio dia. Mil cairão ao teu lado, e dez mil a
tua direita, mas não chegará a ti. Somente com os teus
olhos contemplarás, e verás a recompensa dos ímpios.
Porque tu, ó Senhor, és o meu refugio!... (Salmo 91).
ads:
iii
Ao meu eterno AMOR,
minha adorável esposa
JUCILENE CONSONI RECH
iv
AGRADECIMENTOS
A Deus pai pelo dom da vida, pela saúde e força de vontade em alcançar meus objetivos.
Ao Prof. Guerra, principal responsável pela concretização deste trabalho, ORIENTADOR na
maneira mais expressiva que se pode imaginar, meu MUITO OBRIGADO por sua orientação
e incentivo, obrigado pela confiança e amizade construída nestes anos magníficos de
academia e mestrado.
A minha esposa e eterna companheira Jucilene, MUITO OBRIGADO pelo incentivo, amor,
carinho, e tantas outras coisas que me deram paz de espírito para poder concretizar este
trabalho, obrigado por me entender quando eu estava super concentrado na dissertação e por
vezes até nem escutava o que você falava, VALEU JUCI!!!
A minha família, e que família hein!!!, meu pai Arlindo, minha mãe Líria e meus irmãos
Tiago, Isabela e Gustavo, obrigado pelo incentivo e pelo voto de confiança que depositaram
em mim. Uma das coisas que mais me orgulho no mundo é fazer parte desta maravilhosa
família.
A Neusa, obrigado pela amizade, pela ajuda nos trabalhos de laboratório e pelo grande apóio
científico.
Aos guris Carlos e Richard, obrigado pelo apóio nos trabalhos de laboratório e pela grande
amizade que construímos neste período.
Aos amigos Gilcimar, Gean, Fabiano, Paulão, Ney, Alexandre, Alain, Crevelatti, pelo velho
churrasquinho de sexta feira, e pela honra de suas amizades.
Ao amigo Ângelo, muito obrigado pela força estatística e pelo grande laço de amizade.
Aos outros amigos do Núcleo de Pesquisa em Florestas Tropicais (NPFT), Mantovani,
Siminski, Zagos, valeu pelos momentos de descontração, aquele velho chimarrão de sempre, e
pela acolhida sempre muito calorosa, apesar de nunca ter ajudado vocês em nada me sinto
parte do grupo, obrigado.
Ao amigo Lírio, obrigado pelo incentivo e pelo apóio estatístico-científico nos trabalhos.
Aos amigos do Laboratório de Fisiologia do Desenvolvimento e Genética Vegetal (LFDGV):
Grasi, Cíntia, Luisa, Glaise, Gabriela, Vanildo, Felipe, Elaine Stolf, Douglas, Adriana,
Karine, Kadine e Cia. Ltda., muito obrigado pela amizade, apóio e momentos de
descontração.
v
Aos Profs. Aparecido, Nodari, Maurício, obrigado pela amizade e acessibilidade durante o
curso.
Ao Prof. Marcelo Maraschin, obrigado pela atenção no aperfeiçoamento do trabalho através
da inclusão das análises de compostos fenólicos.
Aos secretários Berna e Nilton, obrigado pela prestatividade.
A Dra. Monique Segeren (ProClone) pelo apoio financeiro via bolsa FAPESP, e também pela
oportunidade do aperfeiçoamento na área de cultura de tecidos.
Ao Curso de PGRGV pelo apoio financeiro via bolsa CAPES, e oportunidade da consolidação
desta caminhada.
A todos aqueles que não estão aqui listados e que torceram por mim ou me auxiliaram de
alguma forma, meu muito obrigado.
vi
APRESENTAÇÃO
O presente trabalho refere-se à dissertação de mestrado de Arlindo Rech Filho, aluno
do Programa de Pós Graduação em Recursos Genéticos Vegetais do CCA/UFSC, sob a
orientação do Prof. Dr. Miguel Pedro Guerra.
O trabalho foi realizado no período de abril de 2002 a julho de 2004, no Laboratório
de Fisiologia do Desenvolvimento e Genética Vegetal do Departamento de Fitotecnia do
Centro de Ciências Agrárias da Universidade Federal de Santa Catarina
(LFDGV/FIT/CCA/UFSC). Esse Laboratório desenvolve trabalhos nas áreas de
micropropagação e conservação genética de bromélias desde 1991.
As bromélias são componentes de grande importância na diversidade biológica da
Floresta Atlântica, além disso, possuem importância ornamental e medicinal. Nos últimos
tempos, a ação antrópica levou a devastação de parte significativa deste bioma ameaçando de
extinção varias espécies, entre elas as bromélias, componentes essenciais na manutenção da
diversidade, já que muitos organismos estão a elas associados.
vii
RESUMO
A Floresta Atlântica, um dos biomas de maior biodiversidade do planeta, vem sofrendo nos
últimos tempos uma erosão genética de seus componentes, entre eles as bromélias. Este grupo
taxonômico é particularmente abundante nos ecossistemas associados a este bioma no Estado
de Santa Catarina. Técnicas de cultura de tecidos vegetais compreendem um conjunto de
ferramentas que podem ser empregadas com sucesso para a propagação massal e a
conservação destas espécies. O presente trabalho objetivou consolidar protocolos de
micropropagação para A. fasciata, V. brusquensis, V. fosteriana, V. gigantea, determinando as
rotas morfogenéticas associadas às altas taxas de proliferação de brotos e comparando a
eficiência dos sistemas de biorreatores de imersão temporária e o sistema de cultura
estacionária. Avaliou-se a viabilidade da tecnologia de encapsulamento de microbrotos em
hidrogel e estudaram-se os efeitos dos fitorreguladores ANA, BAP e PBZ, suplementados ao
meio de cultura MS, na proliferação e aclimatização de brotos, bem como a composição
fenólica do meio de cultura. Por fim avaliaram-se os efeitos do ANA, BAP e PBZ na
obtenção de microbrotos e unidades encapsuláveis, bem como a influência do ANA, BAP,
PBZ e AG
3
, e do carvão ativo, na sobrevivência ex vitro das unidades encapsuláveis. Para A.
fasciata o protocolo regenerativo in vitro teve como estágios: a) germinação in vitro de
sementes em meio de cultura MS isento de fitorreguladores; b) sub-cultivos em meio MS
suplementado com ANA (2µM) e BAP (4µM) e em meio MS isento de fitorreguladores; c)
multiplicação massal em biorreatores de imersão temporária contendo meio de cultura MS
suplementado com PBZ (2µM) e; d) aclimatização em substrato composto por casca de arroz
carbonizada e suplemento mineral turfa fértil. Este sistema revelou um potencial
regenerativo de 895 plantas aclimatizadas por explante inicial, num período de 550 dias.
Nesta mesma rota de micropropagação obteve-se um protocolo para V. brusquensis, onde o
potencial regenerativo foi de 170 plantas por explante aos 555 dias. Os biorreatores de
imersão temporária e a suplementação do meio de cultura com PBZ aumentaram
significativamente a proliferação e facilitaram o processo de aclimatização das culturas. A
melhor taxa proliferativa em A. fasciata foi associada a menor concentração de compostos
fenólicos no meio de cultura. O PBZ (4 µM) promoveu taxas de multiplicação de 14 e 20
brotos/explante para V. fosteriana e V.gigantea, respectivamente. O emprego deste
fitorregulador resultou em elevadas taxas de sobrevivência ex vitro das unidades
encapsuláveis, com valores de 86% para V.fosteriana e 85% para V. gigantea. O AG
3
beneficiou o processo de estabelecimento ex vitro. Além disso, o PBZ, ANA e BAP, foram
efetivos no incremento do número de folhas nas plântulas estabelecidas ex vitro via unidades
encapsuláveis.
Palavras chave: aclimatização, bromélias, biorreatores de imersão temporária, paclobutrazol,
unidades encapsuláveis.
viii
ABSTRACT
The Atlantic Forest is a biome holding high biodiversity. The devastation of this biome causes
the genetic erosion of its components among them the bromeliads. This taxonomic group is
particularly abundant in the ecosystems associated to this biome in the State of Santa
Catarina, South Brazil. Tissue culture techniques are effective tools to be employed for the
mass propagation and conservation of endangered bromeliads. The present work aimed at the
estabelishment of protocols for the micropropagation of A. fasciata, V. brusquensis, V.
fosteriana, V. gigantea, determining the morphogenetic routes associated to high regenerative
rates and comparing the efficiency of the systems based on bioreactors of temporary
immersion and stationary liquid culture. The technology of encapsulated units using
microshoots in hydrogel was evaluated. The effects of NAA, BAP and PBZ in the
regeneration and acclimatization as well as in the phenolic composition of the culture medium
were also studied. Finally it was evaluated the effects of NAA, BAP and PBZ in the
production of microshoots and encapsulated units as well as the influence of NAA, BAP,
PBZ, GA
3
, and activated charcoal in the ex vitro survival of encapsulated units. For A.
fasciata the regenerative protocol had the following stages: a) in vitro germination of seeds
inoculated on MS culture medium free of plant growth regulators; b) subculture to MS culture
medium supplemented with NAA (2µM) and BAP (4µM), and in MS culture medium free of
plant growth regulators; c) massal multiplication in temporary immersion bioreactors
containing liquid MS culture medium supplemented with PBZ (2µM), and; d) acclimatization
in substrate composed of carbonized rice coat and turfa fértil mineral supplement (1:1 v/v)
. This system revealed a regenerative rate of 895 acclimatized plants per explant after 550
days. In V. brusquensis the regenerative rate was 170 plants after 555 days. The temporary
immersion bioreactors and the supplementation of culture medium with PBZ enhanced the
regenerative rate and facilitated the acclimatization of the plantlets. The best regenerative rate
in A. fasciata was associated with the lowest concentration of phenolic compounds in the
culture medium. For V. fosteriana and V.gigantea PBZ (4 µM) promoted regenerative rates of
14 and 20 shoots/explant. This substance enhanced rates of ex vitro survival of plantlet
derived of encapsulated units, with values of 86% in V. fosteriana and 85% in V. gigantea.
GA
3
also enhanced the ex vitro plantlet establishment. PBZ, ANA and BAP were effective in
incrementing the leaf number of plantlets established ex vitro derived from encapsulated units.
Key words: acclimatization, bromeliads, bioreactors of temporary immersion, encapsulated
units, paclobutrazol.
ix
ÍNDICE
APRESENTAÇÃO..................................................................................................................vi
RESUMO.................................................................................................................................vii
ABSTRACT ...........................................................................................................................viii
LISTA DE TABELAS.............................................................................................................xi
LISTA DE FIGURAS.............................................................................................................xii
ABREVIATURAS .................................................................................................................xiii
INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA.....................................................................................1
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA................................................................................................2
OBJETIVO GERAL ................................................................................................................8
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................................................9
CAPÍTULO 1 - MICROPROPAGAÇÃO DE BROMÉLIAS EM BIORREATORES DE
IMERSÃO TEMPORÁRIA ..................................................................................................12
1. INTRODUÇÃO................................................................................................................13
2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ...........................................................................................16
3. MATERIAL E MÉTODOS..............................................................................................17
3.1. Material Vegetal ........................................................................................................17
3.1.1. Introdução in vitro ..............................................................................................17
3.1.2. Multiplicação das culturas..................................................................................17
3.2. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de A. fasciata...............18
3.3. Efeito do volume e renovação do meio de cultura na proliferação in vitro de A.
fasciata
.............................................................................................................................19
3.4. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de V. brusquensis ........20
3.5. Aclimatização das culturas........................................................................................21
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO .....................................................................................22
4.1. Material Vegetal ........................................................................................................22
4.1.1. Introdução in vitro ..............................................................................................22
4.1.2. Multiplicação das culturas..................................................................................22
4.2. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de A. fasciata...............23
4.3. Efeito do volume e renovação do meio de cultura na proliferação in vitro de
A.fasciata
..........................................................................................................................28
4.4. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de V.brusquensis .........32
4.5. Aclimatização das culturas........................................................................................37
4.6. Os protocolos regenerativos ......................................................................................39
5. CONCLUSÕES................................................................................................................43
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .............................................................................44
x
CAPÍTULO 2 - UNIDADES ENCAPSULÁVEIS DE BROMÉLIAS A PARTIR DE
MICROBROTOS ...................................................................................................................47
1. INTRODUÇÃO................................................................................................................48
2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS ...........................................................................................52
3. MATERIAL E MÉTODOS..............................................................................................52
3.1. Material Vegetal ........................................................................................................52
3.1.1. Introdução in vitro ..............................................................................................52
3.1.2. Multiplicação das culturas..................................................................................52
3.2. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. fosteriana................................53
3.2.1. Micropropagação massal....................................................................................53
3.2.2. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis.............................53
3.3. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. gigantea..................................55
3.3.1. Micropropagação massal....................................................................................55
3.3.2. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis.............................55
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO .....................................................................................56
4.1. Material Vegetal ........................................................................................................56
4.1.1. Introdução in vitro ..............................................................................................56
4.1.2. Multiplicação das culturas..................................................................................57
4.2. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. fosteriana................................57
4.2.1. Multiplicação das culturas..................................................................................57
4.2.1. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis.............................59
4.3. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. gigantea..................................63
4.3.1. Multiplicação das culturas..................................................................................63
4.3.2. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis.............................65
5. CONCLUSÕES................................................................................................................69
6. REFERÊCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................70
CONSIDERAÇÕES FINAIS E PERSPECTIVAS FUTURAS..........................................74
xi
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO1
Tabela 1. Efeito do PBZ e do sistema de cultivo na taxa proliferativa in vitro e na
concentração de fenóis totais em A.fasciata aos 80 dias de cultivo.
........................................24
Tabela 2. Efeito do PBZ na freqüência dos brotos de A.fasciata nas diferentes classes de
altura aos 80 dias de cultivo nos sistemas de imersão temporária (IT) e estacionária (IE).
.....24
Tabela 3. Efeito residual do PBZ e do sistema de cultivo no sub-cultivo in vitro de A. fasciata
em meio de cultura MS basal durante 90 dias. Os dados indicam a proliferação em
brotos/explante.
........................................................................................................................25
Tabela 4. Efeito residual do PBZ e sistemas de cultivo em imersão temporária (IT) e
estácionária (IE) na freqüência de brotos de A.fasciata nas diferentes classes de altura, aos 90
dias de cultivo em meio de cultura MS isento de fitorreguladores. Os dados indicam a
proliferação em brotos/explante e sua respectiva porcentagem.
..............................................27
Tabela 5. Efeito do PBZ, renovação de meio de cultura e volume de meio/explante na taxa
proliferativa (PL) (brotos/explante) e fenóis totais (FT) (ng/uL) no cultivo in vitro de
A.fasciata.
.................................................................................................................................28
Tabela 6. Efeito do PBZ, sub-cultivo e volume de meio/explante na porcentagem de
freqüência de brotos na classe de altura de 0 a 1,5 cm na micropropagação in vitro de A.
fasciata nos sistema de cultivo em imersão temporária e estacionária. Os dados expressam
porcentagem.
............................................................................................................................32
Tabela 7. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de V. brusquensis aos 95
dias de cultivo nos sistemas de cultivo em imersão temporária e estacionária.
.......................33
Tabela 8. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na freqüência (%) e proliferação (PL) dos brotos
de V. brusquensis nas diferentes classes de altura, aos 95 dias de cultivo nos sistemas de
imersão temporária (IT) e estacionária (IE).
............................................................................35
Tabela 9. Efeito residual do PBZ e BIT na proliferação total e nas diferentes classes de altura
no sub-cultivo in vitro de V. brusquensis em meio de cultura MS isento de fitorreguladores. 36
Tabela 10. Efeito do PBZ sobre o incremento de folhas e a sobrevivência de brotos de V.
brusquensis e A. fasciata gerados em BIT.
..............................................................................37
CAPÍTULO 2
Tabela 1. Efeito do PBZ na proliferação e freqüência de brotos na classe de altura de 0 a 1,5
cm, no cultivo in vitro de V. fosteriana....................................................................................58
Tabela 2. Efeito do PBZ, AG
3
e alginato de sódio na porcentagem de sobrevivência das
unidades encapsuláveis aos 45 dias em fitotron.
......................................................................59
Tabela 3. Efeito do AG
3
no incremento médio de folhas de plântulas de V. fosteriana
estabelecidas ex vitro através de unidades encapsuláveis. Culturas aos 60 dias em casa de
vegetação.
.................................................................................................................................60
Tabela 4. Efeito do ANA, BAP e PBZ na proliferação (brotos/explante) in vitro de
V.gigantea aos 100 dias de cultivo em meio de cultura MS.
...................................................63
Tabela 5. Efeito do ANA, BAP e PBZ na freqüência de brotos (%) na classe de 0 a 1,50 cm,
no cultivo in vitro de V. gigantea, em meio de cultura MS......................................................65
Tabela 6. Efeito do ANA, BAP, PBZ e do carvão ativo, na taxa de sobrevivência (%) das
unidades encapsuláveis de V. gigantea.
...................................................................................65
Tabela 7. Efeito do ANA, BAP e PBZ, e do carvão ativo no incremento médio de folhas no
processo de estabelecimento ex vitro de unidades encapsuláveis de V.gigantea.....................66
xii
LISTA DE FIGURAS
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Figura 1. Distribuição geográfica das bromélias no mundo......................................................3
Figura 2. Dispersão geográfica dos gêneros de bromélia em Santa Catarina ...........................4
Figura 3. Espécies estudadas no presente trabalho....................................................................5
CAPÍTULO 1
Figura 1. Biorreator de imersão temporária ............................................................................14
Figura 2. Efeito do PBZ na sobrevivência de brotos de A.fasciata gerados em BIT, aos 90
dias de sub-cultivo convencional em meio de cultura MS isento de fitorreguladores.
............26
Figura 3. Efeito do tempo de sub-cultivo na excreção de fenóis (ng/uL) para o meio de
cultura na micropropagação de A. fasciata em BIT, contendo 16 mL de meio de
cultura/explante.
.......................................................................................................................31
Figura 4. Efeito do PBZ na proliferação in vitro de V. brusquensis. ......................................33
Figura 5. Protocolo de micropropagação massal para A. fasciata...........................................40
Figura 6. Protocolo de micropropagação massal para V. brusquensis....................................40
Figura 7. Micropropagação de A. fasciata ..............................................................................41
Figura 8. Micropropagação de V. brusquensis .......................................................................42
CAPÍTULO 2
Figura 1. Efeito do PBZ na proliferação de brotos in vitro de V. fosteriana aos 120 dias de
cultivo no sistema convencional em meio de cultura MS.
.......................................................59
Figura 2. Protocolo regenerativo para V. fosteriana. Rota de estabelecimento in vitro,
multiplicação e estabelecimento ex vitro via unidades encapsuláveis.
....................................61
Figura 3. Unidades encapsuláveis de V. fosteriana.................................................................62
Figura 4. Efeito do PBZ na proliferação in vitro de V.gigantea..............................................64
Figura 5. Protocolo regenerativo para V. gigantea Rota de estabelecimento in vitro,
multiplicação e estabelecimento ex vitro via unidades encapsuláveis.
....................................67
Figura 6. Unidades encapsuláveis de V.gigantea....................................................................68
xiii
ABREVIATURAS
AG
3
: Ácido giberélico
AIA: Ácido indol-acético
ANA: Ácido naftaleno-acético
BAP: Benzilaminopurina
BIT: Biorreatores de imersão temporária
KIN: Cinetina
MS: Murashige & Skoog (1962)
PBZ: Paclobutrazol
SNK: Teste de separação de médias Student Newman Keuls
1
INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA
As bromélias são importantes componentes da Floresta Tropical Atlântica,
encontrando-se associadas as mais variadas formas de vida. Suas cisternas desempenham a
função de charcos e lagos pênseis, com microflora e microfauna especiais. Esses ambientes
proporcionados pelas bromélias são de grande importância no que tange às interações
ecológicas. É possível observar inúmeras espécies ocorrentes nas rosetas das bromélias, além
da germinação de sementes de diversas plantas, que encontram nelas o ambiente ideal para
iniciar seu desenvolvimento (REITZ, 1983).
Nos últimos 40 anos, as técnicas de cultura de tecidos in vitro se constituiram num
importante conjunto de tecnologias em todas as áreas da biologia vegetal, auxiliando na
compreensão dos processos da biologia do desenvolvimento e para a utilização e conservação
dos recursos genéticos vegetais (WITHERS & WILLIAMS, 1998). A aplicabilidade das
técnicas de cultura de tecidos associadas à micropropagação relaciona-se principalmente com
a obtenção de mudas uniformes, de alta qualidade e livres de doenças, permitindo a
multiplicação rápida e geneticamente confiável, preservação e propagação de espécies
ameaçadas de extinção.
Uma das principais vantagens da micropropagação é a maior rapidez regenerativa em
relação a outros métodos de propagação vegetativa convencionalmente utilizados, facilitando
a propagação onde as tecnologias convencionais são difíceis ou até mesmo impossíveis de
serem realizadas (GEORGE, 1993).
Nas bromélias, a propagação clonal por divisão natural de brotações laterais é de baixa
freqüência, originando poucos afilhos/planta/ano; já a propagação por meio da cultura de
tecidos apresenta muitas vantagens, proporcionando o desenvolvimento de protocolos para a
conservação do germoplasma e para a micropropagação massal que podem ser utilizados em
escala comercial, diminuindo a pressão de extração destas espécies do seu habitat natural.
A micropropagação possibilita uma rápida proliferação, proporcionando a produção de
propágulos em grande escala na fase de multiplicação (ZIV, 2000). Nesta técnica de
propagação de plantas, a mecanização e automação tornam-se ferramentas chaves dos
processos de produção.
Os biorreatores de imersão temporária são considerados promotores da
micropropagação (ZIV, 2000; LORENZO et al., 2001; TEISSON. & ALVARD, 1995) e,
além deles; as unidades encapsuláveis (SAKAMOTO et al., 1995) constituem ferramentas
importantes na consolidação de protocolos de micropropagação massal de bromélias.
2
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
A Floresta Tropical Atlântica é considerada um bioma de alta diversidade genética,
onde existem locais restritos de endemismo e megadiversidade (REITZ, 1983). Ao longo dos
anos, este bioma, um dos maiores centros de biodiversidade do planeta, vem sofrendo um
acelerado processo de devastação, que trouxe como conseqüência a erosão genética de seus
componentes (MYERS et al., 2000). Essa devastação ameaça a maior parte das bromélias,
importantes componentes deste bioma, submetendo algumas até mesmo ao risco de extinção,
como é o caso da espécie Vriesea brusquensis (KLEIN, 1990), um dos objetos de estudo do
presente trabalho.
A Floresta Atlântica ocupa o quarto lugar em diversidade de plantas do planeta, com
vinte mil espécies, das quais seis mil são endêmicas, o que corresponde a 3% das espécies
endêmicas do mundo, apesar da destruição de 92,5% de seu 1,2 milhão de quilômetros
quadrados originais (HEYWOOD, 1995).
As bromélias são nativas do continente americano, com exceção da espécie Pitcarnia
feliciana que ocorre na África (REITZ, 1983) (Figura 1). A família Bromeliaceae compreende
56 gêneros e cerca de 3,5 mil espécies. São ervas perenes que combinam uma grande variação
de formas, cores e tamanhos. São encontradas praticamente em todos os ambientes, desde o
nível do mar aos elevados altiplanos da cordilheira dos Andes, em locais úmidos como a
Floresta Atlântica ou regiões áridas como a Caatinga. Podem ser terrestres, terrestres
ocasionais, rupícolas, saxícolas ou epífitas, mas nunca parasitas (NUNES, 2002).
A maior diversidade encontra-se na América do Sul, estimando-se que 40% das
espécies e 73% dos gêneros ocorram no Brasil. A costa leste do Brasil e o escudo das Guianas
são considerados os dois centros de diversidade da família Bromeliaceae. A Floresta Atlântica
é considerada um dos centros de diversidade da família Bromeliaceae, e vários de seus
gêneros e espécies ocorrem exclusivamente nesse ecossistema, ou seja, são endêmicos. Além
disso, muitas vezes podem estar limitados a áreas extremamente reduzidas (NUNES, 2002). O
endemismo é uma característica marcante das bromeliáceas. Embora existam espécies
espalhadas por extensas áreas, outras, entretanto, possuem suas populações confinadas em
áreas restritas ou isoladas (LEME, 1984).
3
Figura 1. Distribuição geográfica das bromélias no mundo (Fonte: REITZ, 1983).
A distribuição das bromélias depende essencialmente de fatores climáticos. Ao longo
do litoral do Estado de Santa Catarina, dominado pela floresta pluvial atlântica, a temperatura
anual cai 2
o
C no sentido norte-sul, e a precipitação média é reduzida em 500 mm no mesmo
sentido. Sendo influenciados pelo macroclima, os gêneros de caráter mais tropical vão
desaparecendo do norte para o sul, à medida que a temperatura e o nível de precipitação
declinam. Muitas bromélias encontram em Santa Catarina o limite sul para sua dispersão. Das
114 espécies e variedades que se encontram no norte do Estado, 94 chegam à serra de Tijucas,
62 vão até a serra do Tabuleiro e 41 chegam à divisa Sul de Santa Catarina (REITZ, 1983)
(Figura 2).
As bromélias sofrem influência do microclima para distribuírem-se no interior da
floresta, de acordo com a luminosidade e umidade relativa do ar. São identificados quatro
níveis de fixação, do solo à copa das árvores. No primeiro nível, o solo, onde a luminosidade
é pouca e a umidade relativa do ar é elevada, habitam as bromélias esciófilas, formando
algumas vezes extensos tapetes. Estas são responsáveis, em parte, pela umidade do ambiente
florestal, devido à evaporação da água que armazenam. No segundo nível, associado à região
intermediária dos troncos das árvores do extrato dominante, bem como a arvoretas e arbustos,
encontram-se as espécies médio-esciófilas. Neste nível, entre um e oito metros acima do solo,
ainda há grande umidade e a luminosidade é reduzida. O terceiro nível abriga as bromélias
4
que demandam intensidade média de luz e mais umidade de que as espécies heliófilas, nas
bases dos ramos que formam as copas das árvores, oito a vinte metros acima do solo. Neste
nível encontra-se a maior variedade de bromélias, entre elas as de maior porte. O quarto nível
abriga as espécies heliófilas, acima de vinte metros do solo, na copa das árvores, onde a
luminosidade é intensa e a umidade relativa do ar é consideravelmente menor (REITZ, 1983).
Figura 2. Dispersão geográfica dos gêneros de bromélia em Santa Catarina (Fonte: REITZ, 1983).
As bromélias têm as folhas com bainhas sempre livres, nunca formam um tubo
fundido, embora muitas vezes as margens se sobreponham formando uma roseta. Sempre
apresentam escamas peltadas (tricomas foliares) e as veias das folhas são longitudinais, as
sépalas das flores contrastam com as pétalas e geralmente são acaules. Os estames são sempre
em numero de seis, o ovário é tripartido e as sementes têm em geral muito endosperma (SBB,
2003).
Bromélias são majoritariamente epífitas e as raízes servem principalmente como
elemento de fixação, sendo, portanto, a constituição destas muito firme. Todas elas possuem
caule, que na maioria dos casos é muito curto e retorcido. As folhas costumam apresentar
uma parte alargada na base, chamada de bainha, cuja coloração é muito variada para as
diferentes espécies. Nas bromélias catarinenses, nenhuma folha é peciolada e todas
apresentam flores hermafroditas, nascendo estas na axila de uma bráctea (REITZ, 1983).
5
O gênero Vriesea, representado neste trabalho por Vriesea platynema, Vriesea
brusquensis e Vriesea gigantea, compreende 257 espécies distribuídas nas três Américas
desde o México e Cuba até o sul do Brasil e nordeste da Argentina (SMITH & DOWNS,
1979). Em Santa Catarina foram encontradas 31 espécies nativas do gênero Vriesea,
ocorrendo em todo o estado e compondo o gênero mais numeroso, (REITZ, 1983).
Vriesea fosteriana (Figura 3) é uma bromélia que possui folhas irregularmente
listradas transversalmente, adquirindo uma coloração marrom avermelhada, o que confere seu
alto potencial ornamental. Suas inflorescências chegam até 1,5 m de altura, e suas flores
abrem somente a noite atraindo polinizadores como morcegos e mariposas. Espécie epífita
ocorrendo em locais com altitude inferior a 1000 m (BAENSCH & BAENSCH, 1994).
Figura 3. Espécies estudadas no presente trabalho. A. Vriesea.brusquensis. B. Vriesea gigantea. C.
Vriesea fosteriana. D. Aechmea fasciata.
Vriesea brusquensis (Figura 3) é uma espécie rara de Santa Catarina (KLEIN, 1990),
sendo que poucos exemplares ainda podem ser encontrados na restrita e inexpressiva área de
dispersão nos municípios de Blumenau, Garuva, Luiz Alves e Brusque. É endêmica, epífita e
6
de grande interesse e potencial ornamental (REITZ, 1983), o que provavelmente contribuiu
para que hoje está espécie esteja em risco de extinção.
Vriesea gigantea (Figura 3), conhecida pelos nomes vulgares de gravatá e monjolão, é
uma planta florífera, com 100 a 300 cm de altura, constituindo a maior das Vrieseas do Sul
do Brasil. Suas folhas são muito numerosas, dispostas em roseta, formando uma enorme
cisterna que pode reter até 4.000 cm
3
de água. É característica e exclusiva da floresta pluvial
da Encosta Atlântica, onde apresenta vasta e expressiva dispersão por toda a área desta
floresta em Santa Catarina, nos municípios de Barra Velha, Blumenau, Brusque, Camboriú,
Corupá, Florianópolis, Ibirama, Itajaí, Palhoça, Salete e Sombrio (REITZ 1983).
Aechmea fasciata (Figura 3), outra espécie foco do trabalho, é exclusiva da Floresta
Tropical Atlântica do Espírito Santo e Rio de Janeiro (REITZ, 1983). Possui um alto potencial
ornamental, suas flores têm boa duração, tornando-a uma planta com boa estabilidade de
mercado, ou seja, sua beleza faz com que esteja sempre entre as mais comercializadas.
Técnicas de cultura de tecidos incluem ferramentas que podem ser aplicadas para a
propagação massal e a conservação de bromélias em extinção. Além disso, a
micropropagação é uma técnica que já vem sendo empregada na propagação clonal de
espécies de bromélias ornamentais que apresentam aumento na demanda e uma grande
aceitação mundial.
O Laboratório de Fisiologia do Desenvolvimento e Genética Vegetal do Centro de
Ciências Agrárias da Universidade Federal de Santa Catarina (LFDGV/CCA/UFSC) vem
desenvolvendo, nos últimos anos, trabalhos com micropropagação de bromélias,
principalmente com espécies ameaçadas de extinção e de valor ornamental.
Assim, trabalhos feitos com Nidularium innocentii, resultaram em uma taxa média de
proliferação de 23,0 brotos/explante, em meio de cultura MS suplementado com 2,0 µM de
ANA e 4,0 µM de BAP. Para Vriesea carinata e Wittrockia superba, nesse tratamento a taxa
média de multiplicação foi, 15,4 e 21,8 brotos/explante respectivamente (ALVES &
GUERRA, 1995). Também ALVES & GUERRA (2001) obtiveram incremento regenerativo
in vitro de microgemas de Vriesea friburgensis var. paludosa na ordem de 44,96 vezes em
meio de cultura MS suplementado com ANA (2 µM) e BAP (4 µM).
Com a espécie Aechmea fasciata foi obtida uma taxa média de multiplicação de 11,9
brotos/explante, em resposta ao meio de cultura MS suplementado com 2 µM de ANA e 4
µM de BAP (DAL VESCO et al., 2001a).
Calos embriogenéticos de Vriesea reitzii foram induzidos em meio de cultura MS
isento de fitorreguladores e desenvolveram embriões somáticos em meio de cultura
7
suplementado com AG
3
(10 µM). Posteriormente o sub-cultivo em meio de cultura MS isento
de fitorreguladores, promoveu a regeneração de plântulas que foram aclimatizadas com
sucesso (RECH FILHO et al., 2001).
A morfogênese in vitro de bromélias apresenta características específicas, as quais
recebem terminologias diferentes. Desta forma, protuberâncias foram originadas na região
basal de folhas de Dyckia macedoi submetidas a diferentes combinações de ANA e BAP,
resultando no desenvolvimento de brotos adventícios (MERCIER & KERBAUY, 1993). Em
conjunto os sais de MURASHIGE & SKOOG (MS, 1962), esses dois reguladores de
crescimento de plantas vêm sendo utilizados com muita eficiência na indução de brotos
adventícios de bromélias cultivadas in vitro (MERCIER & KERBAUY, 1997).
Em Aechmea fasciata, brotos adventícios foram diferenciados de calos induzidos de
explantes foliares cultivados em meio de cultura MS suplementado com ANA e BAP
(VINTERHALTER & VINTERHALTER, 1994).
Em Dickia distachia, uma bromélia em extinção do Sul do Brasil, a indução de calos
foi observada quando peças da haste floral foram inoculadas em meios de cultura
suplementados com diferentes tipos e níveis de auxinas (DAQUINTA et al., 1998).
Entretanto, estudos desenvolvidos por POMPELLI (2002), resultaram em um grande avanço
na micropropagação desta espécie, a partir de explantes obtidos de semente. Esse autor
observou que, quando foram suplementados ANA, BAP e PBZ ao meio basal MS líquido,
ocorreram as mais altas taxas de multiplicação de brotos (133,6 brotos/explante), quando
comparados com o uso de meio de cultura geleificado (72,9 brotos/explante).
Para o abacaxizeiro (Ananas comosus), cv. Pérola, o meio de cultura MS
suplementado com ANA (2 µM) e BAP (4 µM), resultou em uma taxa de multiplicação média
de 13,5 brotos/explante (DAL VESCO et al., 2001b). Já GUERRA et al., (1999) observaram
taxas de proliferação de 19,7 brotos por explante em Ananas comosus, em meio de cultura MS
líquido suplementado com ANA (2,7 µM) e BAP (4,4 µM).
Com Cryptanthus sinuosos, uma espécie de bromélia endêmica do leste brasileiro,
folhas jovens foram empregadas como explantes que foram inoculados em meio de cultura
MS suplementado com BAP e TDZ. Alta taxa de proliferação de brotos foi obtida em meio de
cultura com BAP (22 µM) e essas culturas mantiveram uma capacidade regenerativa durante
dois anos (CARNEIRO et al., 1998).
RECH FILHO et al. (2003b) observaram que, aos 100 dias de cultivo, a maior taxa
média de proliferação (20,3 brotos/explante) de Vriesea gigantea ocorreu em resposta ao meio
8
de cultura MS suplementado apenas com PBZ (4µM), sem, contudo, revelar diferenças
estatísticas das respostas obtidas com o meio de cultura suplementado com PBZ (6µM) e com
ANA (2µM), BAP (4µM) e PBZ (4µM). Já aos 170 dias, observou-se que culturas
provenientes da primeira fase em meio de cultura MS, suplementado com ANA (2µM), BAP
(4µM) e PBZ (2, 4 ou 6µM) e sub-cultivadas para meio de cultura MS, isento de
fitorreguladores, resultaram em uma taxa média de proliferação de 2,1 brotos/explante,
configurando um efeito residual destes reguladores. Estes autores observaram que o PBZ pode
induzir a formação de aglomerados de gemas, inibindo a dominância de microbrotos e
aumentando a taxa proliferativa em sistemas de cultivo in vitro.
O PBZ, um fitorregulador derivado do triazol, cujos efeitos estão associados à inibição
da biossíntese de giberelina, vem sendo utilizado com sucesso na propagação de plantas
(LORENZO et al., 1998). Sua ação foi comprovada por RESENDE & SOUZA (2002), que
em seu trabalho com a cultura do alho constataram uma redução linear na altura das folhas,
com o aumento dos níveis deste fitorregulador.
Em banana, geralmente o número de explantes por frasco de cultura é bastante
limitado. O PBZ foi utilizado na micropropagação desta espécie e promoveu uma redução
considerável no tamanho das plantas in vitro, criando novas perspectivas para o aumento do
número de brotos por frasco de cultivo, e assim melhorando a eficiência dos sistemas de
propagação massal desta espécie (DAQUINTA et al., 2000).
OBJETIVO GERAL
O presente trabalho teve como objetivo principal avaliar o emprego dos biorreatores
de imersão temporária frente ao sistema convencional de cultivo em imersão estacionária,
bem como o estabelecimento de plantas ex vitro através de unidades encapsuláveis, ambos
como ferramentas potenciais na consolidação de protocolos de micropropagação de
bromélias.
9
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALVES, G.M.; GUERRA, M.P. Regeneração in vitro de espécies de bromélias da floresta atlântica.
In: Congresso Brasileiro de Fisiologia Vegetal, Lavras-MG, Anais..., p.182, 1995.
ALVES, G.M.; GUERRA, M.P. Micropropagation for mass propagation and conservation of Vriesea
friburgensis var. paludosa from microbuds. Journal of the Bromeliad Society, v.51, n.5, p.202-212,
2001.
BAENSCH, U.; BAENSCH, U. Blooming Bromeliads. Tropic Beauty Publishers: Nassau/Bahamas,
ISBN 0-9641056-0-8, 269P. 1994.
CARNEIRO, L.A.; CÂNDIDO, M.S.D.; ARAUJO, R.F.G.; FONSECA, M.H.P.B.; CROCOMO, O.J.;
MANSUR, E. Clonal propagation of Cryptanthus sinuosos L.B., an endemic stoloniferous
Bromeliaceae species from Rio de Janeiro, Brazil. Plant Tissue Culture and Biotechnology. v.4,
p.153-158, 1998.
DAL VESCO, L. L.; NOVAES, A. L. T. PINTO, T. H.; POMPELLI, M.F.; RIBEIRO, R. J.;
GUERRA, M.P. Protocolo para a micropropagação de bromélias ornamentais em biofábricas. In: VIII
Congresso Brasileiro de Fisiologia Vegetal, Ilhéus, BA, Anais..., p.278, 2001a.
DAL VESCO, L.L.; PINTO, A.A.; ZAFFARI, G.R.; NODARI, R.O.; REIS, M.S.; GUERRA, M.P.
Improving pineapple micropropagation protocol through explant size and medium composition
manipulation. Fruits, v. 56, p.143-154, 2001b.
DAQUINTA, M.; ALMEIDA, A.P.; GUERRA, M.P. In vitro morphogenesis of immature flower and
buds of flower stalk in Dyckia distachya. Journal of the Bromeliad Society, v. 49, p.72-76, 1998.
DAQUINTA, M.; LEZCANO, Y.; ESCALONA, M.; SANTOS, R. Multiplicacion in vitro del banano
FHIA-18 con paclobutrazol y thidiazuron en diferentes formas de cultivo. Revista Brasileira de
Fruticultura, v.22, n.1, p.86-88, 2000.
GEORGE, E.F. Plant propagation by tissue culture. Part 1. The Technology, ISBN 0-9509325-4-X,
London: Exegetics Ltd., England, 574p. 1993.
GUERRA, M.P.; DAL VESCO, L.L.; PESCADOR, R; SCHUELTER, A.R.; NODARI, R.O.
Desenvolvimento de um protocolo regenerativo para a micropropagação do abacaxizeiro (Ananas
comosus (L) Merril). Pesquisa Agropecuária Brasileira, v.34, n.9, p.1557-1563, 1999.
HEYWOOD, V.H. Global Biodiversity Assessment. UNEP/Cambridge University Press, 1140p,
1995.
KLEIN, R.M. Espécies raras ou ameaçadas de extinção - Estado de Santa Catarina: mirtáceas e
bromeliáceas. IBGE, v.1, 283p, 1990.
LEME, E.M.C. Bromélias. Ciência Hoje, v.3, n.14, p.66-72. 1984.
LORENZO, J.C.; BLANCO, M.A.; PELÁEZ, O.; GONZÁLEZ, A.; CID, M.; IGLESIAS, A.;
GONZÁLEZ, B.; ESCALONA, M.; ESPINOSA, P.; BORROTO, C. Sugarcane micropropagation and
phenolic excretion. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. v.65, p.1-8, 2001.
LORENZO, J.C.; GONZÁLEZ, B.C.; ESCALONA, M.; TEISSON, C.; ESPINOSA, P; BORROTO,
C. Sugarcane shoot formation in an improved temporary immersion system. Plant Cell, Tissue and
Organ Culture, v.55, p.79-83, 1998.
10
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. Micropropagation of Dyckia macedoi - an endangered endemic
Brazilian bromeliad. Botanic Gardens Micropropagation News, v.1, p.70-72, 1993.
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. Micropropagation of ornamental bromeliads (Bromeliaceae). In.:
Bajai, Y.P.S. (ed.) Biotechnology in Agriculture and Forestry, Berlim:Springer-Verlag. v.40, p.43-
57, 1997.
MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revised medium for rapid growth and biossays with tobacco tissue
cultures. Physiologia Plantarum, v.15, p.473-497, 1962.
MYERS, N.; MITTERMEYER, R.A.; MITTERMEYER, C.G.; FONSECA, G.A.B.; KENT, J.
Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature, v.403, p.853-858, 2000.
NUNES, J.V.C. BROMÉLIAS. IN: SIMÕES, L.L.; LINO, C.F. (eds). Sustentável Mata Atlântica: A
exploração de seus recursos florestais, São Paulo: SENAC, p.119-132, 2002.
POMPELLI, M.F. Morfogênese in vitro, métodos de micropropagação e conservação de
germoplasma de Dyckia distachya Hassler, Florianópolis, SC, Dissertação (Mestrado em
Biotecnologia, CCB/UFSC), 93p., 2002.
RECH FILHO, A.; DAL VESCO, L. L.; POMPELLI, M.F.; GUERRA, M.P. Embriogênese somática
em Vriesea reitzii Leme & Costa. In.: VIII Congresso Brasileiro De Fisiologia Vegetal, Ilhéus, BA,
Anais..., p.278, 2001.
RECH FILHO, A.; LISCHKA, R.W.; DAL VESCO, L.L.; MÜLLER, C.V.; ALVES, G.M.; CUNHA,
L.; GUERRA, M.P. Efeitos do Paclobutrazol na morfogênese in vitro de Vriesea gigantea. Brazilian
Journal of Plant Physiology, v15 (Suplemento, IX Congresso Brasileiro de Fisiologia Vegetal),
p.154, 2003b.
REITZ, R. Bromeliáceas e a malária - bromélia endêmica, Flora ilustrada Catarinense série 983,
Itajaí, SC, 559 p., 1983.
RESENDE, G.M.; SOUZA, R.J. Efeito de doses de paclobutrazol na cultura do alho. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, v.37, n.5, p.637-641, 2002.
SAKAMOTO, Y.; ONISHI, N.; HIROSAWA, T. Delivery systems for tissue culture by encapsulation.
In: Fennz, A.; Toyoki, C.; Schmit, M. A. Automation and environmental control in plant tissue
culture, Kluwer Academics Publishers, Dordrecht Boston London, p.215-241, 1995.
SBB. A família bromeliaceae. Disponível em: <http://www.bromelia.org.br/familia/familia.htm>
Acesso em 12 dezembro de 2003.
SMITH, L.B.; DOWNS, R. J. Bromeliaceae, subfamily Tillandsioideae. In: Flora neotropica, New
York: Botanic Garden, 14, part 2, p.621-1492. 1979.
TEISSON, C.; ALVARD, D. A New concept of Plant in vitro Cultivation liquid medium: Temporary
immersion. In: Terzi, M.; Cella, R.; Falavigna, A. (eds). Current Issues in Plant Molecular and
Cellular Biology, Netherlands: Kluwer Academic Publishers, p.105-110, 1995.
VINTERHALTER, B.; VINTERHALTER, D. True-to-the type in vitro propagation of Aechmea
fasciata Baker. Scientia Horticulturae, v.57, p.253-263, 1994.
11
WITHERS, L.A.; WILLIAMS, J.T. Conservação in vitro de recursos genéticos de plantas. In: Torres,
A.C.; Caldas, L.S.; Buso, J.A. (eds.) Cultura de Tecidos e Transformação Genética de Plantas,
Brasília: Embrapa, v.1, p.297-330, 1998.
ZIV, M. Bioreactor Technology for plant micropropagation. Horticultural Reviews, v.24, p.1-30,
2000.
12
CAPÍTULO 1
MICROPROPAGAÇÃO DE
BROMÉLIAS EM
BIORREATORES DE
IMERSÃO TEMPORÁRIA
13
1. INTRODUÇÃO
Os biorreatores foram inicialmente utilizados para a micropropagação nos EUA,
Japão, Taiwan, Coréia, Cuba, Costa Rica, Holanda, Espanha, Bélgica e França (ZIV, 2000).
Eles vêm sendo utilizados para a micropropagação de bromélias ornamentais (Rech Filho et
al, 2003a), abacaxizeiro (FEUSER et al., 2001; ESCALONA et al., 1999), bananeira
(ALVARD et al., 1993; SANDÓVAL-YUGAR, 2002), citros (CABASSON et al., 1997),
batata (TEISSON & ALVARD, 1999), café (TEISSON & ALVARD, 1995), cana de açúcar
(LORENZO et al., 1998; 2001), seringueira (TEISSON & ALVARD, 1995), entre outras
espécies.
A tecnologia proporcionada por este sistema de cultivo proporciona a produção de
mudas em larga escala, com maior rapidez e eficiência em relação aos demais métodos
convencionalmente utilizados. Além disso, essa tecnologia proporciona uma redução no custo
dos propágulos produzidos, cujo valor está estimado em torno de U$ 0,10 quando comparado
ao sistema convencional (ZIV, 2000).
Os biorreatores de imersão temporária (BIT- Figura 1) vêm sendo utilizado com
sucesso para a multiplicação rápida de brotos, consistindo de um novo conceito na utilização
de meio líquido para a micropropagação. Este método, proposto inicialmente por ALVARD et
al. (1993) utiliza frascos contendo as culturas em proliferação que recebem meio líquido em
sistema de bombeamento temporário, ocorrendo um aumento substancial na taxa proliferativa.
Nos últimos anos, o sistema de cultivo em biorreatores de imersão temporária vem
mostrando eficiência para multiplicação de várias espécies de plantas. Sua eficiência está
ligada a uma melhor nutrição das culturas através do meio de cultura líquido, melhor
oxigenação das culturas, diminuição da hiperhidricidade típica do meio de cultura líquido,
melhoramento da qualidade dos propágulos e conseqüente sobrevivência durante a
aclimatização, além da possibilidade da automação dos sistemas de propagação com um custo
relativamente baixo (MURCH et al, 2004).
Nos BIT os explantes são imersos no meio de cultura em intervalos regulares. O
sistema de imersão temporária adaptado junto ao LFDGV/CCA/UFSC constitui-se em dois
recipientes de vidro com o volume de dois litros cada, sendo que em um deles é armazenado o
meio de cultura e no outro são colocados os explantes para multiplicação. Estes dois
recipientes são interligados por uma mangueira de silicone autoclavável, na qual passa o meio
de cultura. O sistema é dotado de um moto-compressor de ar que, quando acionado, faz com
que o meio de cultura seja direcionado por pressão e passe para o recipiente contendo os
explantes e depois volte novamente para o recipiente de depósito. O controle do
14
funcionamento do moto-compressor é feito por uma unidade temporizadora, que controla o
tempo de imersão dos explantes e o intervalo de tempo entre as imersões. O ar injetado no
sistema passa por uma membrana de filtro esterilizada de 0,22 µm (Figura 1).
Figura 1. Biorreator de imersão temporária (LFDGV/CCA/UFSC).
No sistema de cultivo estacionário a hiperhidricidade ocorre devido ao contato
permanente dos explantes com o meio de cultura, principalmente em meio líquido, o que pode
causar também a anoxia das culturas. Estes problemas são reduzidos no sistema de imersão
temporária pela diminuição do contato direto dos explantes com o meio de cultura.
O espaço físico neste sistema é aproveitado melhor pela cultura, pois todos os brotos
têm acesso ao meio de cultura durante a imersão e todos os brotos têm acesso à atmosfera
durante os períodos de espera, fazendo com que todo o volume do frasco possa ser ocupado
pela cultura e não apenas a superfície inferior.
A renovação da atmosfera do recipiente de cultivo possibilita a remoção dos gases
eliminados pelas plantas, os quais podem ter efeito inibidor ao crescimento; além disto, a
renovação do CO
2
do recipiente pode proporcionar um incremento no nível de fotossíntese in
vitro, desde que a luminosidade seja adequada. Portando a constante renovação do ar durante
o período de transferência do meio, podem eliminar os possíveis gases prejudiciais produzidos
pelo metabolismo das plantas que normalmente se acumulam na fase gasosa dos sistemas.
O sistema de imersão temporária combina as vantagens dos meios sólido e líquido. O
meio de cultura sólido permite aeração das culturas, porem não proporciona um total contato
15
com os nutrientes do meio. O meio de cultura líquido por sua vez permite uma eficiente
nutrição, entretanto a hiperhidricidade está freqüentemente presente nas culturas (SMITH &
SPOOMER, 1995). Isto é verdadeiro para bromélias, já que é comum o surgimento de
hiperhidricidade em culturas do sistema convencional onde os explantes ficam em contado
direto como meio de cultura durante todo o tempo de cultivo. Entretanto, nos BIT de imersão
temporária este fenômeno não foi observado em bromeliáceas.
Na utilização de biorreatores de imersão temporária para o cultivo da bananeira, foram
reportadas altas taxas de proliferação, bem como um aumento no peso seco dos brotos
(TEISSON & ALVARD, 1995). A bananeira variedade Terra apresentou maior eficiência na
produção de biomassa, maior número de brotos viáveis à aclimatização, e maior crescimento
dos explantes nos BIT quando comparado com o sistema tradicional (LEMOS et al., 2001).
Em cana-de-açúcar, foi obtida a maior taxa de multiplicação (57,8 brotos) com o uso
de 3,4 µM de PBZ em BIT, em relação ao meio de cultura isento de PBZ (23,9 brotos)
(LORENZO et al., 1998). Em bromélias relatou-se um aumento na taxa de multiplicação de
brotos de Aechmea blumenavii, Cryptanthus bromelioides e Neoregelia carolina após 60 dias
de cultivo em imersão temporária, com uso de fitorreguladores como ANA, BAP e PBZ
(DAQUINTA et al, 1999).
No sistema de cultura estacionária com abacaxi (Ananas comosus), em meio de cultura
MS adicionado de ANA (2 µM) e BAP (4 µM), foram obtidos 6,4 brotos/explante. Resultados
estes, superiores aqueles observados com o meio de cultura suplementado com PBZ. Já no
sistema de imersão temporária, o meio de cultura MS suplementado com ANA (2 µM), BAP
(4 µM) e PBZ (6 µM) apresentou os melhores resultados, atingindo a taxa média de 172,3
brotos/explante (FEUSER et al., 2000). Para esta mesma espécie, o sistema de imersão
temporária resultou em 78,9% das brotações com potencial para a aclimatização, e uma taxa
de sobrevivência de 63,6% (ESCALONA et al., 1997).
LORENZO et al., (2001), utilizando o sistema de imersão temporária com intervalos
de três horas e tempo de imersão de dois minutos, com adição do fitorregulador PBZ (1 mg.L
-
1
) ao meio de cultura MS, obtiveram bons resultados na micropropagação de cana de açúcar.
Neste caso, observaram também que o sistema de imersão temporária e o fitorregulador PBZ
promoveram uma maior excreção de compostos fenólicos para o meio de cultivo, o que
favoreceu a proliferação in vitro desta espécie.
Ainda com o PBZ (4 µM) e biorreatores de imersão temporária, RECH FILHO et al.
(2003a) obtiveram um aumento significativo na taxa proliferativa da bromélia Vriesea reitzii
(73,05 brotos/broto/100 dias de cultivo). Neste trabalho, a adição de AG
3
ao meio de cultura
16
mostrou eficiência no alongamento dos brotos, onde foi observado 30,50% e 14,25% de
brotos com altura entre 1,1 e 2,0 cm em meio de cultura com e sem AG
3,
respectivamente.
Brotos com altura entre 1,5 e 2,0 cm obtidos em meio de cultura com PBZ apresentaram
100% de sobrevivência quando submetidos a aclimatização em substrato composto por casca
de arroz carbonizada (50%) e suplemento mineral Turfa Fertil (50%).
Em escala comercial, os BIT têm demonstrado sucesso na produção massal de plantas
como em Coffea arabica (CATIE, 2003) e clones de Eucalyptus spp. (MCALISTER et al.
2002).
Um dos maiores benefícios comprovados para o sistema de imersão temporária está no
aumento significativo da multiplicação do abacaxizeiro, cerca de 20 vezes maior quando
comparado a métodos convencionalmente utilizados (FEUSER et al., 2001). Um novo estudo
de FEUSER et al., (2003) ainda com a cultura do abacaxi, revelou que as culturas geradas em
biorreatores de imersão temporária apresentavam aproximadamente a metade das taxas de
variação somaclonal encontradas no sistema estacionário de micropropagação.
2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
O presente trabalho objetivou:
a) Determinar fatores associados às taxas de proliferação de brotos na micropropagação
de bromélias, baseados nos sistemas de cultura imersão temporária e estacionária;
b) Estudar os efeitos dos fitorreguladores ANA, BAP e PBZ, adicionados ao meio de
cultura MS, na multiplicação de brotos nos sistemas de imersão temporária e
estacionária de cultivo;
c) Estudar a influência do fitorregulador PBZ na aclimatização de brotos gerados no
sistema de imersão temporária de cultivo.
d) Avaliar a influência dos fenóis totais no meio de cultura, na proliferação in vitro de
bromélias.
e) Consolidar protocolos de micropropagação de bromélias com a utilização dos BIT.
17
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Material Vegetal
3.1.1. Introdução in vitro
Sementes de Aechmea fasciata e Vriesea brusquensis foram submetidas a um processo
de desinfestação em água contendo detergente Twen-20 durante 10 minutos, posteriormente
em álcool 70% durante dois minutos; Hipoclorito de Sódio a 1% durante 20 minutos, e
finalmente três lavagens em água destilada autoclavada. As sementes foram assepticamente
inoculadas em frascos de 300 mL (20 sementes/frasco) contendo 20 mL de meio de cultura
geleificado com ágar (0,7%), composto por sais de MS adicionado de 3% de sacarose e
vitaminas de Morel (1951), isento de fitorreguladores. Aos 100 dias a taxa proliferativa foi
avaliada, onde foram analisadas três repetições e cinco unidades amostrais por repetição.
Cada unidade amostral perfazia 100 sementes.
3.1.2. Multiplicação das culturas
Plântulas de A. fasciata e V. brusquensis, oriundas da germinação in vitro de sementes
foram submetidas à multiplicação em frascos de 300 mL contendo 15 mL de meio de cultura
líquido composto por sais de MS adicionado de 3% de sacarose e vitaminas de Morel,
suplementado com os fitorreguladores ANA (2µM) e BAP (4µM). Foram inoculadas cinco
plântulas por frasco, e as culturas permaneceram nestas condições durante dois sub-cultivos
de 60 dias. Brotos oriundos desta fase foram sub-cultivados em meio de cultura líquido
composto pela formulação salina MS adicionada de 3% de sacarose e vitaminas de Morel,
isento de fitorreguladores, durante 60 dias, sendo então, utilizados nos experimentos de
proliferação in vitro.
Aos 180 dias desta etapa, a taxa proliferativa (brotos/explante) foi avaliada,
considerando-se quatro repetições e cinco unidades amostrais (cinco frascos) por espécie.
Os meios de cultura utilizados nos experimentos sempre tiveram seu pH ajustado para
5,8 antes da autoclavagem a 121º C e 1 ATM durante 12 minutos. As culturas foram mantidas
em sala de crescimento com temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, e
fotoperíodo de 16 horas com intensidade luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de
lâmpadas fluorescentes de 18 W.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
média SNK (95%).
18
3.2. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de A. fasciata
Brotos de A. fasciata com altura média de 1,5 cm, provenientes do sistema
convencional de cultivo in vitro, em meio de cultura MS líquido isento de fitorreguladores,
foram utilizados na condução dos experimentos.
Os brotos foram individualizados e inoculados em unidades dos biorreatores de
imersão temporária (Figura 1) contendo 480 mL de meio de cultura, sendo paralelamente
inoculados em frascos do sistema convencional (300 mL) contendo 16 mL de meio de cultura.
O meio de cultura utilizado foi o MS líquido adicionado de sacarose (3%) e vitaminas de
Morel, suplementado com PBZ (0; 2; 4 e 6
µ
M).
Foram inoculados 30 brotos em cada unidade dos BIT e um broto em cada frasco do
sistema convencional, com a finalidade de equiparar todos os tratamentos à 16 mL de meio de
cultura por explante. Cada unidade dos BIT e quatro frascos do sistema convencional
perfaziam uma repetição. O experimento foi conduzido em um delineamento completo
casualizado com oito tratamentos, três repetições e quatro unidades amostrais por repetição.
O intervalo de imersão utilizado foi de três horas, com imersões de um minuto. Aos 80
dias de cultivo, avaliou-se a taxa proliferativa, a distribuição dos brotos em duas diferentes
classes de altura (0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm) e os fenóis totais do meio de cultura.
Para determinação dos fenóis totais adaptou-se a metodologia de LORENZO et al.,
(2001), onde 0,6 mL de meio de cultura filtrado (papel filtro 0,2 µ) foram adicionados a 1,8
mL de água destilada e 0,24 mL do reagente Folin & Ciocalteau (50% v/v). A solução foi
agitada, e após cinco minutos 0,48 mL de Carbonato de Sódio (solução saturada) foram
adicionados, agitando-se novamente, e então, após uma hora de permanência no escuro, a
leitura a 725 nm foi realizada em espectofotômetro Shimadzu UV-1203.
Nas avaliações de proliferação e altura dos brotos foram utilizados quatro frascos para
cada repetição do sistema convencional e paralelamente quatro aglomerados (cada
aglomerado resultado da proliferação de um broto inoculado) em cada unidade dos BIT.
Brotos gerados neste experimento foram sub-cultivados em frascos do sistema
convencional (300 mL) contendo 20 mL de meio de cultura MS líquido adicionado de
sacarose (3%) e vitaminas de Morel, isento de fitorreguladores. Foram inoculados cinco
brotos por frasco, onde para cada tratamento do experimento anterior foram estabelecidas
quatro repetições com quatro unidades amostrais (16 frascos). Aos 90 dias (dois sub-cultivos
de 45 dias) de cultivo avaliou-se a taxa média de proliferação e a distribuição dos brotos em
duas diferentes classes de altura (0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm).
19
Além disso, em outro experimento paralelo de sub-cultivo, foram inoculados dez
brotos por frasco do sistema convencional (300 mL) contendo 20 mL de meio de cultura MS
líquido adicionado de sacarose (3%) e vitaminas de Morel, isento de fitorreguladores. Os
brotos utilizados eram oriundos das diferentes suplementações de PBZ nos biorreatores de
imersão temporária. O experimento foi conduzido em um delineamento completamente
casualizado, com três repetições e cinco unidades amostrais para cada proveniência de PBZ.
O mesmo foi avaliado quanto à taxa de sobrevivência dos explantes 90 dias após a
inoculação.
Os meios de cultura utilizados nos experimentos sempre tiveram seu pH ajustado para
5,8 antes da autoclavagem a 121º C e 1 ATM durante 20 minutos nos biorreatores de imersão
temporária e 12 minutos no sistema convencional. As culturas foram mantidas em sala de
crescimento com temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, e fotoperíodo de 16
horas com intensidade luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de lâmpadas fluorescentes
de 18 W.
Os dados obtidos nos experimentos foram submetidos à análise de variância e ao teste
de separação de média SNK (95%).
3.3. Efeito do volume e renovação do meio de cultura na proliferação in vitro de A.
fasciata
Os resultados obtidos no experimento de avaliação dos efeitos do PBZ e sistema de
cultivo possibilitaram e criaram a necessidade da elucidação dos efeitos do volume de meio
de cultura por explante, bem como sua renovação ao longo do cultivo.
Desta maneira, brotos da espécie A. fasciata com altura média de 1,5 cm, provenientes
do sistema de cultivo convencional in vitro em meio de cultura MS líquido isento de
fitorreguladores, foram individualizados e inoculados em unidades dos biorreatores de
imersão temporária (Figura 1) contendo 240 e 480 mL de meio de cultura, bem como em
frascos do sistema convencional (300 mL) contendo 16 mL de meio de cultura. Na
constituição do meio de cultura (líquido) foram utilizados os sais de MS, adicionados de
sacarose (3%) e vitaminas de Morel, suplementados com PBZ (0 e 2 µM).
Foram inoculados 30 brotos em cada unidade dos BIT (8 e 16 mL/explante) e um
broto em cada frasco do sistema convencional (16 mL/explante). Aos 30 e 60 dias de cultivo
três repetições de cada sistema de cultivo e quantidade de meio/explante, foram sub-
cultivadas para meio de cultura MS líquido isento de fitorreguladores, respeitando o mesmo
volume de meio/explante da primeira inoculação.
20
O intervalo de imersão utilizado foi de três horas, com imersões de um minuto. O
experimento foi conduzido em um delineamento completo casualizado com dezoito
tratamentos, três repetições e dez unidades amostrais (brotos) por repetição. Aos 30, 60 e 90
dias os fenóis totais do meio de cultura foram avaliados (LORENZO et al., 2001 – item 3.2), e
aos 90 dias a taxa proliferativa e a distribuição dos brotos em duas diferentes classes de altura
(0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm) também foram avaliados.
Os meios de cultura utilizados nos experimentos tiveram seu pH ajustado para 5,8,
antes da autoclavagem a 121º C e 1 ATM durante 20 minutos nos biorreatores de imersão
temporária e 12 minutos no sistema convencional. As culturas foram mantidas em sala de
crescimento com temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, e fotoperíodo de 16
horas com intensidade luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de lâmpadas fluorescentes
de 18 W.
Os dados obtidos nos experimentos foram submetidos à análise de variância e ao teste
de separação de média SNK (95%).
3.4. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de V. brusquensis
Brotos de V. brusquensis com altura média de 1,5 cm, provenientes do sistema
convencional de cultivo in vitro em meio de cultura MS líquido isento de fitorreguladores
foram utilizados na elaboração do experimento.
Os brotos foram individualizados e inoculados em unidades dos biorreatores de
imersão temporária (Figura 3) contendo 480 mL de meio de cultura, bem como em frascos do
sistema convencional (300 mL) contendo 16 mL de meio de cultura. O meio de cultura
utilizado foi o MS líquido adicionado de sacarose (3%) e vitaminas de Morel, suplementado
com PBZ (0; 1; 2; 3; 4 e 5
µ
M)
.
Foram inoculados 30 brotos em cada unidade dos BIT, e um broto em cada frasco do
sistema convencional. O experimento foi conduzido em um delineamento completo
casualizado com 12 tratamentos, três repetições e dez unidades amostrais por repetição.
O intervalo de imersão utilizado foi de três horas, com imersões de um minuto. Aos 95
dias de cultivo avaliou-se a taxa proliferativa e a distribuição dos brotos em duas diferentes
classes de altura (0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm). Foram utilizados para a avaliação dez frascos de
cada repetição do sistema convencional e paralelamente dez aglomerados (cada aglomerado
resultado da proliferação de um broto inoculado) em cada unidade dos BIT.
Brotos gerados nos BIT em meio de cultura MS suplementado de PBZ (0 e 2
µ
M)
foram sub-cultivados em frascos
de 300 mL (dois brotos/frasco) contendo 20 mL de meio de
21
cultura MS líquido adicionado de sacarose (3%) e vitamina de Morel, isento de
fitorreguladores. Este experimento foi conduzido em um delineamento completamente
casualizado com dois tratamentos, três repetições e dez unidades amostrais por repetição. Aos
80 dias (dois sub-cultivos de 40 dias) foram avaliadas a taxa proliferativa e a distribuição dos
brotos em duas diferentes classes de altura (0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm).
Os meios de cultura utilizados nos experimentos sempre tiveram seu pH ajustado para
5,8, antes da autoclavagem a 121º C e 1 ATM durante 20 minutos nos biorreatores de
imersão temporária e 12 minutos no sistema convencional. As culturas foram mantidas em
sala de crescimento com temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, e fotoperíodo
de 16 horas com intensidade luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de lâmpadas
fluorescentes de 18 W.
Os dados obtidos nos experimentos foram submetidos à análise de variância e ao teste
de separação de média SNK (95%).
3.5. Aclimatização das culturas
Brotos de V. brusquensis e A. fasciata provenientes do sistema de cultivo in vitro em
BIT contendo meio de cultura MS suplementado com PBZ (0 e 2
µ
M)
que apresentavam
altura entre 1,51 e 3,0 cm foram submetidas ao processo de aclimatização em bandejas de
isopor com 72 células (120 cm
3
), contendo substrato composto por fertilizante organomineral
turfa fértil (05-02-05) (50%) e casca de arroz carbonizada (50%). As bandejas foram
acondicionadas em caixas plásticas com tampa de vidro, sendo mantidas em sala de
crescimento com temperatura (25+ 2 ºC) e luminosidade (fotoperíodo de 16 horas com
intensidade luminosa de 400 µmol.m
-2
.s
-1
- fitotron) controladas, com irrigação periódica
durante 30 dias, onde gradativamente, a tampa foi aberta até atingir 1/3 da parte superior da
caixa. Aos 30 dias as culturas foram transferidas para casa de vegetação com irrigação
intermitente (nebulização) e cobertura de sombrite (50%).
O experimento foi conduzido em um delineamento completamente casualizado,
constituído de quatro tratamentos, quatro repetições e dez unidades amostrais por repetição.
Aos 60 dias as culturas foram avaliadas quanto à taxa de sobrevivência, e aos 100 dias quanto
ao incremento em número de folhas.
Por ocasião da aclimatização das culturas avaliou-se o número de tricomas nas folhas
da espécie A. fasciata. As contagens foram realizadas em folhas da porção mediana dos brotos
em três pontos distintos das folhas, com três repetições e cinco unidades amostrais por
22
repetição. O campo visual de contagem no microscópio ótico (OLYMPUS CH30, ocular 10X;
objetiva 10X – magnificação 100X) perfazia 2,54 mm
2
.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
médias SNK.
Ao atingirem altura superior a 10 cm (em média aos 150 dias da aclimatização) as
plantas foram transplantadas para vasos plásticos (1,5 litros) contendo substrato: terra
vermelha (25%), areia grossa (peneira 6) (25%) e fertilizante organomineral turfa fértil (04-
14-08) (25%) e casca de arroz carbonizada (25%). Os vasos foram acondicionados em
bancadas da coleção de germoplasma sob condições de regas periódicas, com cobertura de
sombrite 50%.
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Material Vegetal
4.1.1. Introdução in vitro
O início da germinação das sementes foi observado aos 30 e 25 dias, prolongando-se
até 72 e 86 dias respectivamente para V.brusquensis e A. fasciata, respectivamente.
V.brusquensis apresentou um período de germinação de 42 dias, com 88,8% de
viabilidade das sementes, valor este que diferiu estatisticamente (SNK: a) daqueles obtidos
com A. fasciata que apresentou um período maior de germinação (61 dias), porém mostrou
uma taxa menor de sobrevivência (84,3% - SNK: b).
As sementes de ambas as espécies foram coletadas na coleção de germoplasma de
bromélias do LFDGV/CCA/UFSC. O sistema de introdução in vitro utilizado mostrou-se
efetivo já que comprova a propagação destas espécies fora do seu ambiente natural de
proliferação. Este aspecto é particularmente importante para a V. brusquensis uma bromélia
endêmica do vale do rio Itajaí incluída na lista das espécies ameaçadas de extinção em SC
(KLEIN, 1990).
Outro fator relevante é que a contaminação microbiológica não excedeu 5% nesta fase
do cultivo ressaltando a efetividade do protocolo de introdução in vitro utilizado.
4.1.2. Multiplicação das culturas
Aos 180 dias da fase de multiplicação das culturas observaram-se taxas médias de
proliferação na ordem de 3,31 (SNK: b) e 4,36 (SNK: a) brotos/explante para V. brusquensis e
23
A. fasciata, respectivamente. Apesar de A. fasciata apresentar uma menor viabilidade de
sementes seu potencial de regeneração apresentou-se maior do que V. brusquensis.
DAL VESCO et al., (2001a) obtiveram com a espécie A. fasciata uma taxa média de
multiplicação de 11,9 brotos/explante, em resposta ao meio de cultura MS suplementado com
2 µM de ANA e 4 µM de BAP.Utilizando também ANA e BAP, MERCIER & KERBAUY
(1993) observaram o desenvolvimento de brotos adventícios em Dyckia macedoi. Esses dois
reguladores de crescimento de plantas vêm sendo utilizados com muita eficiência na indução
de brotos adventícios de bromélias cultivadas in vitro (MERCIER & KERBAUY, 1997), e,
em conjunto com os sais de MS perfazem uma boa ferramenta para a multiplicação in vitro
desta família. O ajuste das concentrações dos fitorreguladores e tempos de cultivos ideais para
as diferentes espécies parece ainda um objeto de estudos mais aprofundados.
Os brotos gerados nesta fase de cultivo apresentaram praticamente 100% de
aproveitamento no ato de sua utilização para os experimentos de micropropagação massal, o
que confirma a efetividade do meio de cultura (MS) e dos fitorreguladores utilizados (ANA,
BAP), para a obtenção de brotos padrões para a elaboração de experimentos.
4.2. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de A. fasciata
Aos 80 dias da inoculação das culturas nos BIT e frascos do sistema convencional,
observou-se uma maior taxa média de proliferação (38,42 brotos/explante) em meio de cultura
MS líquido suplementado com 6 µM de PBZ nos BIT. Esta taxa média de proliferação foi
estatisticamente superior (SNK 95%) a todos os demais tratamentos (Tabela 1).
Em todas as concentrações de PBZ (0 a 6 µM) adotadas no experimento, o sistema de
cultivo em BIT mostrou-se superior (Tabela 1), proporcionando uma taxa média de
proliferação de 28,17 brotos/explante, valor esse 56% superior à taxa média de proliferação
no sistema convencional de cultivo in vitro em frascos de 300 mL.
Observou-se que a adição do PBZ ao meio de cultura líquido foi efetiva no aumento
da taxa proliferativa in vitro de A. fasciata (Figura 7), onde todas as concentrações utilizadas
apresentaram taxas médias de proliferação superiores aos tratamentos sem este fitorregulador
(Tabela 1).
24
Tabela 1. Efeito do PBZ e do sistema de cultivo na taxa proliferativa in vitro e na concentração de
fenóis totais em A.fasciata aos 80 dias de cultivo.
Fenois totais (ng/uL) Proliferação (brotos/explante)
PBZ(mM)/
Sistema de
Cultivo
Imersão
temporária
Imersão
estacionária
PBZ
Imersão
temporária
Imersão
estacionária
PBZ
0
12,13de 21,71c 16,92b 6,83d 4,89d 5,86b
2
10,59e 34,44a 22,52a 34,25b 20,44c 27,35a
4
13,02d 32,09b 22,56a 33,17b 21,89c 27,53a
6
11,15de 33,17ab 22,16a 38,42a 24,89c 31,65a
Sistema de
Cultivo
11,73B 30,35A 28,17A 18,03B
CV: 15,2% CV:14,9%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Comparações válidas somente dentro de fenóis totais ou proliferação.
Na micropropagação massal de abacaxi, a combinação de BIT com 1ml.L
-1
de PBZ
incrementou a taxa média de multiplicação para 68,8 brotos/explante quando comparado ao
sistema convencional onde a taxa de proliferação foi de 11,1 brotos/explante. O PBZ
controlou o crescimento dos brotos e induziu a proliferação das gemas axilares (ESCALONA
et al., 1999).
Outro resultado consistente observado em relação ao PBZ, foi que 100% dos brotos
gerados no meio de cultura com este fitorregulador foram classificados na 1
a
classe de altura,
de 0 a 1,5 cm, diferentemente dos brotos gerados em meio de cultura isento deste
fitorregulador, onde a freqüência média foi de 61% nesta mesma classe de altura de brotos
(Tabela 2). Estes resultados comprovam que a ação antigiberelínica deste fitorregulador pode
melhorar a taxa proliferativa in vitro. Resultados semelhantes foram obtidos na propagação de
culturas como cana-de-açúcar (LORENZO et al.,1998, 2001), abacaxi (FEUSER et al., 2001;
ESCALONA et al., 1999), bromélias (Vriesea gigantea) (RECH FILHO et al., 2003b).
Tabela 2. Efeito do PBZ na freqüência dos brotos de A.fasciata nas diferentes classes de altura aos 80
dias de cultivo nos sistemas de imersão temporária (IT) e estacionária (IE).
Classes de altura
PBZ (µM)
Sistema 0-1,5 cM 1,51-3 cM
IT
60,83% 39,17%
0
IE
61,01% 38,99%
IT
100% 0%
2
IE
100% 0%
IT
100% 0%
4
IE
100% 0%
IT
100% 0%
6
IE
100% 0%
25
O experimento de sub-cultivo dos brotos gerados revelou um maior potencial residual
de proliferação in vitro em meio de cultura MS suplementado com 2 µM de PBZ (Tabela 3),
onde foi obtida uma taxa média de proliferação na ordem de 6,68 brotos/explante/90 dias,
resultado estatisticamente superior as demais procedências. Ainda neste experimento, quando
avaliada a interação dos dados foi possível observar que brotos procedentes de meio de
cultura MS suplementado com 2 µM de PBZ, cultivados em BIT foram os que apresentaram o
maior potencial regenerativo, apresentando uma taxa média de proliferação de 7,51
brotos/explante (Tabela 3 – Figura 7).
Tabela 3. Efeito residual do PBZ e do sistema de cultivo no sub-cultivo in vitro de A. fasciata em
meio de cultura MS basal durante 90 dias. Os dados indicam a proliferação em brotos/explante.
Sistema de cultivo (SC)
PBZ
(µM)
Imersão
temporária
Imersão
Estacionária
PBZ
0
3,48cd 2,83d 3,15C
2
7,51a 5,85b 6,68A
4
4,13b 4,01b 4,08B
6
1,16e 1,19e 1,18D
SC
4,07a 3,47b CV: 14,8%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Num primeiro momento estes resultados geram um certo conflito, uma vez que,
inicialmente, as mais elevadas taxas de proliferação foram obtidas em meio de cultura
suplementado com 6 µM de PBZ, neste sub-cultivo o melhor potencial de proliferação foi
obtido com 2 µM de PBZ. Entretanto, o experimento paralelo que avaliou a sobrevivência dos
brotos gerados nos BIT com diferentes concentrações deste fitorregulador resolveu esta
aparente contradição, já que a medida que os níveis de PBZ foram aumentados, a
porcentagem de sobrevivência dos brotos gerados diminuiu num sub-cultivo subseqüente aos
BIT (Figura 2). O melhor modelo de regressão para explicar este comportamento foi uma
regressão linear (Figura 2) que demonstra justamente o declínio gradativo da sobrevivência.
Isso torna a suplementação com 2 µM de PBZ a melhor opção para multiplicação massal da
espécie.
Ainda avaliando os efeitos do PBZ em sub-cultivo subseqüente foi possível observar
um crescimento normal dos brotos gerados em meio de cultura MS isento de fitorreguladores.
Nesta ocasião verificou-se que os brotos gerados em todos os tratamentos, inclusive os
procedentes de PBZ, apresentavam mais de 70% dos brotos na segunda classe de altura (1,51
a 3,0 cm) (Tabela 4). Apesar da proporção de brotos ser maior nesta classe de altura em
26
resposta aos tratamentos oriundos do meio de cultura isento de PBZ, os resultados indicam
um retorno gradativo ao metabolismo que conduz ao crescimento normal das culturas, sem a
necessidade da suplementação de outros fitorreguladores como o AG
3
, que exerceria um
efeito inverso ao do PBZ, inibindo seu efeito.
Figura 2. Efeito do PBZ na sobrevivência de brotos de A.fasciata gerados em BIT, aos 90 dias de sub-
cultivo convencional em meio de cultura MS isento de fitorreguladores.
Outro aspecto bastante interessante observado referente ao sub-cultivo, foi que na rota
do melhor tratamento obtido, ou seja, nos brotos oriundos dos BIT contendo meio de cultura
MS líquido suplementado com 2 µM de PBZ, 80% dos brotos apresentaram altura entre 1,51
e 3 cm, estando aptos a aclimatização (Tabela 4, Figura 7). Este resultado define esta rota para
propagação massal in vitro desta espécie como parte integrante de um protocolo de
regeneração para esta espécie.
Na avaliação de fenóis totais excretados para o meio de cultura pode ser observado
que nos BIT contendo meio de cultura suplementado com 2 µM de PBZ foi encontrada a
menor concentração entre todos os tratamentos (10,59 ng/uL) (Tabela 1). Ácidos fenólicos
são intermediários e precursores de várias etapas do metabolismo vegetal. Estes compostos
estão envolvidos na regulação de crescimento de plantas, diferenciação celular e
organogênese. A concentração dos fenóis é constantemente afetada por fatores internos e
externos (LORENZO et al., 2001).
A concentração de fenóis encontrada no sistema convencional de cultivo (30,35
ng/uL) foi 2,6 vezes maior do que nos BIT (11,73 ng/uL). Isto indica que a redução de
27
excreção de fenóis nos BIT pode estar relacionada com o alto potencial regenerativo obtido
neste sistema de micropropagação massal de brotos de bromélias.
Tabela 4. Efeito residual do PBZ e sistemas de cultivo em imersão temporária (IT) e estácionária (IE)
na freqüência de brotos de A.fasciata nas diferentes classes de altura, aos 90 dias de cultivo em meio
de cultura MS isento de fitorreguladores. Os dados indicam a proliferação em brotos/explante e sua
respectiva porcentagem.
Classes de altura
0-1,5 cM 1,51-3 cM
PBZ
(µM)
Sistema
Brotos/explante % PBZ Sistema Brotos/explante % PBZ Sistema
IT
0,33c 9,35 0,79a 3,15c 90,65 3,28a
0
IE
0,53c 18,58
0,43C
0,88a 2,3c 81,42
2,73B
2,59b
IT
1,50a 19,97 6,01a 80,03
2
IE
1,66a 28,42
1,58A
4,19b 71,58
5,10
A
IT
1,04b 25,08 3,10c 74,92
4
IE
1,03b 25,54
1,03B
2,99c 74,46
3,04B
IT
0,29c 24,73 0,88d 75,27
6
IE
0,30c 25,26
0,29C
0,89d 74,74
0,88C
CV:
18,7%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Válido para cada classe de altura.
Alguns estudos demonstram que a máxima proliferação de células e tecidos encontra-
se associada a baixas concentrações de fenóis; outros, contudo, sugerem o contrário
(LORENZO et al., 2001). LEGRAND & BOUAZZA (1991) descreveram um aumento na
formação de brotos de Chicorium intybus associado com um baixo conteúdo fenólico. Por
outro lado, HERMAN (1991) observou que alta produção de ácido chiquímico estava
positivamente correlacionada com a formação de brotos em Pinus silvestris, e que baixos
níveis deste ácido estavam associados com uma baixa atividade metabólica e senescência. Em
seu trabalho com a cana-de-açúcar LORENZO et al. (2001) demonstram que a cultura in vitro
desta espécie está mais relacionada a este segundo grupo, onde os fatores promotores da
proliferação de brotos in vitro (BIT, maior quantidade de meio por explante e PBZ – 1 mg.L
-
1
) também promoveram uma maior excreção fenólica para o meio de cultura.
A bromélia A. fasciata pareceu estar mais associada ao primeiro grupo, ou seja, a
melhor taxa de multiplicação massal esteve associada a menor taxa de excreção de fenóis para
o meio de cultura.
As concentrações de fenóis no meio de cultura são influenciadas pelo estágio de
multiplicação das culturas, bem como pela quantidade de meio de cultura por explante
(LORENZO et al. 2001). Assim o próximo experimento com A. fasciata tentou dar suporte às
idéias formadas até aqui, elucidando melhor o comportamento da espécie a estes compostos.
28
4.3. Efeito do volume e renovação do meio de cultura na proliferação in vitro de
A.fasciata
Ao longo das avaliações de proliferação e fenóis excretados para o meio de cultura foi
possível verificar uma maior taxa proliferativa (34,27 brotos/explante) nas culturas que
permaneceram 60 dias em meio de cultura MS suplementado com 2 µM de PBZ e
simultaneamente sub-cultivadas para meio MS isento de fitorreguladores, em BIT, com uma
relação de 16 mL de meio de cultura/explante.
A taxa média de proliferação obtida nas culturas que permaneceram 90 dias em meio
de cultura suplementado com 2 µM de PBZ (33,8 brotos/explante) não foi estatisticamente
diferente daquela resultante do sub cultivo aos 60 dias. Entretanto, a quantidade de fenóis
excretada para o meio de cultura foi significativamente superior (Tabela 5).
Os dados obtidos neste experimento demonstram que quanto maior o tempo de
permanência das culturas em meio cultura líquido, suplementado ou não com PBZ, maior foi
a excreção de fenóis para o meio de cultura (Tabela 5).
As culturas submetidas a um volume de meio de cultura de 8 ml/explante nos BIT, ou
então ao sistema convencional de propagação com 16 ml de meio de cultura/explante,
apresentaram uma menor taxa proliferativa (15,79 e 11,04 brotos/explante/90 dias,
respectivamente) e uma maior concentração de fenóis totais no meio de cultura (26,26 e
23,63 ng/uL, respectivamente) em relação aos tratamentos dos BIT que continham 16 mL de
meio de cultura/explante. Nestes, observou-se uma taxa media de proliferação de 19,7
brotos/explante/90 dias e uma concentração de fenóis de 18,61 ng/uL (Tabela 5).
Tabela 5. Efeito do PBZ, renovação de meio de cultura e volume de meio/explante na taxa
proliferativa (PL) (brotos/explante) e fenóis totais (FT) (ng/uL) no cultivo in vitro de A.fasciata.
Sistema de cultivo (Imersão)
Temporária Estacionária
16mL (A) 8mL (B) 16mL (C)
PBZ Sub-cultivo
PBZ
(µM)
Sub-
cultivo
(dias)
PL FT PL FT PL FT PL FT PL FT
30
6,03g 11,86gh 3,6h 6,82i 3,10h 14,61fg 11,98b
11,64c
60
7,87f 10,88h 6,23g 17,02f 4,33h 16,95f 15,39a
22,16b
0
90
8,03f 22,23e 5,0g 35,62c 5,9g 25,03d
4,53B 18,09B
15,81a
35,29a
30
28,2b 12,08gh 21,0c 6,53i 16,63e 16,73f
60
34,27a 12,92gh 28,57b 40,73b 17,8ed 33,29c
CV
2
90
33,8a 41,67b 29,57b 50,83a 18,47d 35,15c
24,25A 27,97A
PL FT
Volume de meio
19,7a 18,61b 15,79ab 26,26a 11,04b 23,63a 18,9% 30,5%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias. As
médias indicam comparação dentro de PL ou FT, e não entre eles.
29
Esses dados revelaram que existe uma certa correlação entre a concentração de fenóis
no meio de cultura e a taxa proliferativa in vitro. Os tratamentos com menor volume de meio
por explante acabaram apresentando uma maior concentração de fenóis e menor taxa
proliferativa. Apesar da quantidade de meio de cultura por explante ser o mesmo em alguns
tratamentos dos BIT e sistema convencional, os BIT apresentaram-se superiores, diminuindo
a concentração de fenóis no meio e aumentando a taxa proliferativa (Tabela 5).
Estes resultados indicam que no sistema de imersão temporária existe uma renovação
de atmosfera gasosa. Esta renovação juntamente com a agitação do meio de cultura causada
pelo acionamento periódico do sistema, aparentemente reduz a concentração de compostos
fenólicos que parecem ser prejudiciais a micropropagação das bromeliáceas.
O PBZ (2 µM) foi outro fator que influenciou nos resultados, proporcionando uma
maior (SNK, 95%) excreção de fenóis para o meio de cultura (27,97 ng/µL) frente aos meio
isentos (18,09 ng/µL). Contudo, o PBZ aumentou a proliferação das culturas, proporcionando
uma taxa média proliferativa (24,25 brotos/explante) superior (SNK, 95%) ao meio não
suplementado (4,53 brotos/explante). Como a quantidade de brotos gerados em meios
suplementados com este fitorregulador foi 5,35 vezes maior do que em meios isentos, a
quantidade de meio por propágulo gerado tornou-se menor e isto é um forte indicador do
aumento destes fenóis no meio de cultura.
Ainda buscando explicações para a questão de no experimento anterior, onde as
culturas que estavam em níveis maiores de PBZ (4 e 6 µM) apresentaram necrose e morte de
brotos em sub-cultivo posterior, observou-se que não só o aumento da concentração, mas
também o tempo de sub-cultivo interferiram na consolidação de um protocolo regenerativo de
bromélias.
LORENZO et al., (2001) observaram que os BIT, a maior quantidade de meio de
cultura/explante e o PBZ proporcionaram uma maior excreção de fenóis para o meio de
cultura e uma conseqüente maior formação de brotos. O Ácido Gálico foi o composto
predominante, e seu papel esta ligado principalmente a proteção do AIA e a promoção da
formação de brotos via modo de ação desta auxina.
O PBZ é uma mistura de enatiomeros 2R,3R com influência primária na síntese do
esterol, e de enantiomeros 2S,3S com influência primária na síntese de giberelina (Smith et
al., 1990). Os enantiomeros 2R,3R inibem o citocromo P-450 dependente na reação de mono-
oxigenase na biossintese do esterol, enquanto os outros enatiomeros 2S,3S inibem outro
citocromo P-450 enzima dependente, ent-kaureno oxidase, a qual cataliza a oxidação de ent-
30
kaureno para ácido ent-kaurenóico no caminho que conduz a síntese das giberelinas
(ROBERTS & MATTHEWS, 1995).
A ação proposta para os enantiomeros 2S,3S parece ser bastante convincente,
principalmente porque os efeitos morfológicos causados por este fitorregulador são bem
visíveis em bromélias cultivadas in vitro (Figura 7). Geralmente ele promove uma diminuição
no crescimento e as reservas poderiam ser direcionadas para as gemas axilares, promovendo
um aumento na taxa proliferativa in vitro.
ROBERTS & MATTHEWS (1995), trabalhando com a preparação in vitro do
crisântemo para transplante no solo, separam os dois enantiomeros e demonstraram que a
perda de água por unidade de área foliar foi menor no tratamento com os enantiomeros 2S,3S,
seguido pelo PBZ integral, enantiomeros 2R,3R e, finalmente, o tratamento de controle. Além
disso, a distancia dos entrenós foi significativamente menor no tratamento com os
enantiomeros 2S,3S.
Dos 20 aos 30 dias observou-se o início da multiplicação das culturas; dos 50 aos 65
dias a plena multiplicação, e a partir dos 75 dias ocorreu praticamente uma estabilização das
culturas, com uma diminuição drástica na velocidade de multiplicação e escurecimento
gradativo do meio de cultura dos tratamentos não sub-cultivados.
O escurecimento do meio de cultura no sub-cultivo de 90 dias está correlacionado com
uma maior quantidade de fenóis no meio de cultura, e, juntamente com a diminuição na
velocidade de multiplicação das culturas, evidencia que o sub-cultivo com 60 dias consolida-
se como o melhor resultado para a propagação massal da espécie, já que a partir daí o meio de
cultura em questão parece não ser mais efetivo no crescimento e desenvolvimento das
culturas.
Isolando o melhor sistema de cultivo (BIT com 16 mL de meio/explante) e avaliando a
excreção de fenóis para o meio de cultura, observou-se que quanto maior o tempo, maior a
quantidade de fenóis excretados, principalmente no terço final dos tempos avaliados no
experimento em questão (Figura 3). Os níveis alcançados aos 30 dias foram praticamente os
mesmos dos 60 dias, não diferindo estatisticamente; já aos 90 dias os níveis encontrados
foram 2,7 vezes maiores. Uma regressão linear comprova esta tendência de comportamento
(Figura 3). Ao mesmo tempo, observou-se na regeneração de brotos que a medida que
aumenta o tempo de cultivo a taxa de proliferação tende a diminuir. Uma regressão
polinomial de segunda ordem comprova esta tendência de comportamento da espécie frente
aos diferentes tempos de cultivo (Figura 3). Assim, consolida-se o sub-cultivo 60 dias como
melhor opção para a propagação desta espécie.
31
Figura 3. Efeito do tempo de sub-cultivo na excreção de fenóis (ng/uL) para o meio de cultura na
micropropagação de A. fasciata em BIT, contendo 16 mL de meio de cultura/explante.
Novamente, como a exemplo do experimento anterior 100% dos brotos gerados com
PBZ foram classificados na classe de altura de 0 a 1,5 cm, diferente dos brotos gerados sem a
presença deste fitorregulador onde a freqüência média foi de 56,91% nesta mesma classe de
altura de brotos (Tabela 6). Estes resultados comprovam a ação antigiberelínica deste
fitorregulador, efeito de fácil visualização quando se comparam culturas suplementadas ou
não com PBZ (Figura 7).
Os efeitos de redução na altura e tamanho geral das plantas poderiam ser atribuídos à
inibição da síntese de giberelinas proporcionada pelo PBZ. Estes efeitos foram relatados para
culturas como cana-de-açúcar (LORENZO et al., 1998, 2001), abacaxi (FEUSER et al., 2001;
ESCALONA et al., 1999), bromélias (V. gigantea e V. reitzii) (RECH FILHO et al., 2003b;
2003a). Entretanto, BAI & CHANEY (2001) revelam que estes efeitos podem estar
associados a um ineficiente metabolismo promovido pelo retardante, onde uma menor taxa
respiratória em plantas tratadas poderia conduzir a uma diminuição do ATP disponível para o
metabolismo e crescimento.
BAI & CHANEY (2001) propuseram que o PBZ pode ter efeito sobre o Fe da
citocromo oxidase no caminho respiratório da mitocôndria, da mesma maneira que atuaria
sobre enzimas dependentes do citocromo P
450
na síntese de giberelinas. Além disso, a
oxidação do NADH também é dependente de uma proteína Fe/S e P
450
. Observou-se que o
PBZ teve efeitos de estimulação (menores concentrações) e redução (maiores concentrações)
em ambas, oxidação de NADH e redução do citocromo c.
32
Tabela 6. Efeito do PBZ, sub-cultivo e volume de meio/explante na porcentagem de freqüência de
brotos na classe de altura de 0 a 1,5 cm na micropropagação in vitro de A. fasciata nos sistema de
cultivo em imersão temporária e estacionária. Os dados expressam porcentagem.
Sistemas de cultivo (Imersão)
Temporária Estacionária
PBZ Sub-cultivo
16 mL 8 mL 8 mL
PBZ Sub-cultivo
30
69,48b 53,08b 54,26b 79,47a
60
47,14b 50,26b 55,88c 75,55a
0
90
58,82b 60,29b 63,02b
56,91B
80,36a
30
100,00a 100,00a 100,00a
60
100,00a 100,00a 100,00a
2
90
100,00a 100,00a 100,00a
100,00A
Volume de meio
79,24a 77,27a 78,86a CV: 12,90%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Os principais inibidores conhecidos no caminho de transporte de elétrons são CO,
KCN e NaN
3
, os quais se ligam ao Fe da citocromo c oxidase. O paclobutrazol também
reduziu a atividade da citocromo c oxidase, contudo o modo de ação ou a posição de ligação
não estão especificamente determinados (BAI & CHANEY, 2001). Os autores sugerem que
os retardantes atuam de maneira similar aos inibidores conhecidos.
Tudo isto nos leva inferir que muitos trabalhos ainda devem ser feitos na busca de
formulações específicas, como demonstra o caso do PBZ, que apesar de proporcionar
excelentes resultados de multiplicação in vitro de bromélias ainda pode ser bastante
explorado. Todavia, este trabalho consolida-se como componente de um protocolo
regenerativo para a espécie A.fasciata, que será especificado no final deste capítulo.
Trabalhos futuros poderiam avaliar os efeitos do PBZ; 2R, 3R e 2S, 3S enantiomeros,
separadamente. A adição dos compostos detectados na mesma concentração ao sistema de
cultivo pode também ser uma linha de pesquisa interessante. Além disso, a quantificação de
compostos em diferentes níveis de PBZ e diferentes tempos de cultivo poderá ser
aperfeiçoada.
4.4. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de V.brusquensis
A avaliação da taxa proliferativa das culturas aos 95 dias de cultivo revelou que o PBZ
(2 µM) foi efetivo na multiplicação da espécie, proporcionando uma taxa média de
proliferação na ordem de 11,92 brotos/explante, resultado este estatisticamente superior a
todos as demais concentrações utilizadas no experimento (Tabela 7 – Figura 8).
33
Os resultados obtidos revelaram que até 2 µM de PBZ a taxa proliferativa aumentou, e
em concentrações maiores (3 a 5 µM) declinou gradativamente. Uma regressão polinomial de
segunda ordem (Figura 4) comprova o comportamento da proliferação frente as diferentes
concentrações utilizadas no experimento. Pode-se observar que na concentração de 5 µM o
PBZ foi menos efetivo do que no tratamento isento deste fitorregulador, indicando uma
possível toxicidade acima deste nível.
Tabela 7. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na proliferação in vitro de V. brusquensis aos 95 dias de
cultivo nos sistemas de cultivo em imersão temporária e estacionária.
Sistema de cultivo (SC)
PBZ (µM) Imersão temporária Imersão estacionária PBZ
0
3,73d 3,77d 3,75C
1
10,33b 9,5b 9,92B
2
14,53a 9,30b 11,92A
3
10,6b 7,87c 9,23B
4
3,87d 3,77d 3,82C
5
3,67d 2,47d 2,97C
SC
7,76a 6,11b CV: 17,1%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Figura 4. Efeito do PBZ na proliferação in vitro de V. brusquensis.
O sistema de cultivo em BIT mostrou-se efetivo para a multiplicação da espécie V.
brusquensis, proporcionando uma taxa média de proliferação na ordem de 7,76
brotos/explante, estatisticamente superior ao sistema convencional que apresentou uma taxa
média de 6,11 brotos/explante aos 95 dias de cultivo (Tabela 7 – Figura 8).
34
Segundo GEORGE (1993), os biorreatores, em geral, têm sido uma opção fortemente
considerada quando se deseja aumentar a taxa de multiplicação, bem como diminuir o custo
de produção de mudas originárias de embriões somáticos, suspensões celulares ou órgãos
inteiros, uma vez que não é necessária a freqüente transferência dos explantes como no
sistema tradicional. Este método baseia-se no princípio de que as plantas se desenvolvem
melhor e mais rapidamente quando cultivadas em intervalos regulares de imersão em meio
líquido seguido de drenagem. O maior contato das plantas com o meio de cultura aumenta,
consideravelmente, a sua absorção, uma vez que os nutrientes podem ser absorvidos pelas
folhas, caules e raízes. Em tese, as plantas absorvem mais nutrientes no sistema de imersão do
que no tradicional, e conseqüentemente, produzem mais biomassa.
Na interação dos dados de suplementação de PBZ com sistemas de cultivo, observou-
se como melhor tratamento o sistema de cultivo em BIT contendo meio de cultura MS líquido
suplementado com 2 µM de PBZ, o qual apresentou uma taxa proliferativa na ordem de 14,53
brotos/explante, resultado este estatisticamente superior a todos os demais tratamentos
(Tabela 7).
A avaliação da freqüência dos brotos gerados nas diferentes classes de altura revelou,
a exemplo do experimento com A. fasciata, que a grande maioria dos brotos gerados com o
PBZ foram classificados na 1
a
classe de altura, de 0 a 1,5 cm (Tabela 8), inclusive acima da
concentração de 2 µM 100% dos brotos gerados apresentavam-se nesta classe.
Os resultados obtidos reforçam que a ação antigiberelínica do PBZ pode melhorar a
taxa proliferativa in vitro, já que o mesmo proporcionou uma redução no crescimento em
altura dos brotos e uma conseqüente indução nas gemas axilares, aumentando a proliferação
in vitro de V. brusquensis. Resultados semelhantes foram obtidos na propagação de outras
bromeliáceas como V. gigantea (RECH FILHO et al., 2003b), V. reitzii (RECH FILHO et al.,
2003a) e abacaxi (FEUSER et al., 2001).
A micropropagação de bananeiras variedade “Terra” em BIT, apresentou maior
eficiência na produção de biomassa, maior número de brotos viáveis à aclimatação e maior
crescimento dos explantes quando comparado com o sistema tradicional (LEMOS et al.,
2001). TEISSON & ALVARD (1995) relataram melhores taxas de proliferação e um aumento
no peso seco de brotos, quando cultivares de banana foram submetidos ao sistema de cultivo
in vitro em biorreatores de imersão temporária.
35
Tabela 8. Efeito do PBZ e sistema de cultivo na freqüência (%) e proliferação (PL) dos brotos de V.
brusquensis nas diferentes classes de altura, aos 95 dias de cultivo nos sistemas de imersão temporária
(IT) e estacionária (IE).
Classes de altura
0-1,5 cm 1,51-3 cm
PBZ
(µM)
Sistema PL % PBZ Sistema PL % PBZ Sistema
IT
3,07d 82,3 7,62a 0,66a 17,7 0,13a
0
IE
3,00d 79,6
3,03C
5,93b 0,76a 20,2
0,72A
0,17b
IT
10,20b 98,7 0,13b 1,3
1
IE
9,20b 96,8
9,70B
0,30b 3,2
0,22B
IT
14,53a 100,0 0,00b 0,0
2
IE
9,30b 100,0
11,92A
0,00b 0,0
0,00C
IT
10,6b 100,0 0,00b 0,0
3
IE
7,87c 100,0
9,23B
0,00b 0,0
0,00C
IT
3,87d 100,0 0,00b 0,0
4
IE
3,77d 100,0
3,82C
0,00b 0,0
0,00C
IT
3,47d 100,0 0,00b 0,0
5
IE
2,47d 100,0
2,97C
CV:
17,5%
0,00b 0,0
0,00C
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
LORENZO et al. (1998) trabalhando com a multiplicação da cana-de-açúcar em
biorreatores de imersão temporária, obtiveram uma melhor taxa de multiplicação (57,8 brotos)
com o uso de 3,4 µM de PBZ. Em bromélias, DAQUINTA et al., (1999) relataram um
aumento na taxa de multiplicação de brotos de A. blumenavii, Cryptanthus bromelioides e
Neoregelia carolinae após 60 dias de cultivo em imersão temporária, com uso de ANA, BAP
e PBZ.
O experimento de avaliação do efeito residual do PBZ revelou, também a exemplo da
espécie A. fasciata, que quando as culturas foram sub-cultivadas para meio de cultura isento
de fitorreguladores após serem submetidas a uma bateria de multiplicação em PBZ,
retornaram ao seu estado normal de crescimento e desenvolvimento gradativamente, sem a
necessidade da suplementação de outros fitorreguladores que reconstituam o metabolismo
normal.
Neste caso, aos 80 dias de sub-cultivo em meio de cultura MS isento de
fitorreguladores, as culturas provenientes dos BIT contendo meio de cultura MS
suplementado com 2 µM de PBZ praticamente equipararam a porcentagem de brotos na
classe de altura de 1,51 a 3 cm às culturas oriundas de meio isento. Assim, 88,08% das
culturas provenientes de meio isento e 87,71% das culturas provenientes de meio
suplementado com PBZ, apresentavam-se aptas processo de aclimatização (Tabela 9 – Figura
8).
36
Tabela 9. Efeito residual do PBZ e BIT na proliferação total e nas diferentes classes de altura no sub-
cultivo in vitro de V. brusquensis em meio de cultura MS isento de fitorreguladores.
Proliferação
PBZ
(µM)
total 0-1,5 cm % 1,51-3 cm %
0
1,93b 0,23b 11,92 1,70b 88,08
2
4,07a 0,50a 12,29 3,57a 87,71
CV: 15,3%
OBS: Letras diferentes indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias na mesma coluna.
FEUSER et al., (2001) observaram que apesar do PBZ aumentar a taxa de
multiplicação do abacaxizeiro, foi necessário adicionar-se AG
3
ao meio de cultura para
estimular o alongamento das brotações.
O PBZ imprimiu um efeito residual no sub-cultivo, proporcionando uma taxa média
de proliferação de 4,07 brotos/explante/80 dias, superior (SNK, 95%) as culturas procedentes
de meio de cultura MS isento que apresentaram uma taxa média proliferativa de 1,93
brotos/explante/ 80 dias (Tabela 9). Apesar do efeito residual ter imprimido uma maior taxa
proliferativa (2,11 maior), a equiparação da porcentagem dos brotos na classe apta a
aclimatização ocorreu no mesmo tempo de cultivo (Tabela 9). Esta é mais uma evidência de
que as culturas obtidas em meio com PBZ não necessitam de adição de outros
fitorreguladores para retornaram ao crescimento normal, ou seja, a reversão do efeito
antigiberelinico ocorre gradativamente em meio de cultura isento de fitorreguladores, onde as
culturas se tornam aptas à aclimatização normalmente.
Apesar de não terem sido elaborados e conduzidos experimentos referentes à
porcentagem de sobrevivência das culturas ao longo dos sub-cultivos posteriores ao
experimento com PBZ, as culturas foram mantidas em meio de cultura MS isento de
fitorreguladores, onde então se observou que a partir da concentração de 4 µM parte das
culturas apresentou necrose e senescência cerca de 100 dias após o sub-cultivo. Nas culturas
provenientes da suplementação a partir do que 4 µM de PBZ, observou-se também um
escurecimento no meio de cultura. Isso sugere a presença de compostos fenólicos prejudiciais
ao desenvolvimento das culturas, como no caso de A. fasciata.
Os resultados obtidos permitiram definir as fases de multiplicação massal e preparação
das culturas para aclimatização como componentes de um protocolo de micropropagação para
a espécie a ser detalhado no final do capítulo.
37
4.5. Aclimatização das culturas
Aos 60 dias da aclimatização das culturas de V. brusquensis e A. fasciata, quando
estas já haviam passado por uma fase de 30 dias em sala de crescimento com temperatura,
luminosidade e irrigação controladas, mais 30 dias em casa de vegetação com sombrite (50%)
e irrigação controlada, observou-se uma taxa de sobrevivência de 100% em brotos oriundos
da micropropagação massal em BIT contendo meio de cultura MS suplementado com PBZ (2
µM), com sub-cultivo subseqüente em meio MS isento de fitorreguladores.
O PBZ teve efeito positivo na aclimatização das duas espécies, já que brotos gerados
em meio de cultura sem este fitorregulador apresentaram uma taxa média menor (76,25% -
SNK, 95%) de sobrevivência (Tabela 10 – Figuras 7 e 8).
ESCALONA et al,(1999) utilizando também BIT e PBZ na multiplicação do abacaxi,
obtiveram 78,9% de plântulas competentes para a adaptação e 63,6% de sobrevivência.
Tabela 10. Efeito do PBZ sobre o incremento de folhas e a sobrevivência de brotos de V. brusquensis
e A. fasciata gerados em BIT.
Espécie
Procedência
PBZ (µM)
Sobrevivência (%) Incremento de folhas (nr)
0
77,5b 76,25b 1,88b 2,11b
V.brusquensis
2
100,0a
87,5A
100,0a 2,43ab
2,15B
2,73a
0
75,0b 2,35ab
A.fasciata
2
100,0a
88,75A
CV:
7,6%
3,03a
2,69A
CV:
19,8%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Comparações válidas dentro de sobrevivência ou incremento de folhas.
Os efeitos benéficos do PBZ, em relação à aclimatização, ou seja, em melhorar a
resistência à dessecação vem sendo atribuídos a uma redução na relação peso fresco/seco dos
brotos, um incremento na serosidade por unidade de área foliar, um melhoramento na
habilidade do fechamento dos estômatos em resposta ao estres hídrico, além do encurtamento
e engrossamento das raízes (ROBERTS & MATTHEWS , 1995; PODWYSZYNSKA, 1997).
Estudos mostraram que o PBZ presente no meio de enraizamento em maçã,
crisântemo, rosa e beterraba, melhorou a sobrevivência após o transplante. Além disso, o PBZ
reduziu a hiperidricidade aumentando a concentração de clorofila em tecidos foliares e
promoveu a formação de raízes (PODWYSZYNSKA, 1997).
Os dados revelaram também que o PBZ promoveu um maior (SNK, 95%) incremento
no número de folhas, onde brotos oriundos de meios contendo este fitorregulador
apresentaram um incremento médio de 2,73 folhas/broto aos 100 dias da aclimatização
(Tabela 10).
38
Plantas jovens de maçã tratadas com PBZ tiveram maior resistência à seca do que
aquelas sem a presença do fitorregulador nos tratamentos. As plantas tratadas com PBZ
tiveram uma diminuição no potencial de redução de água na folha e uma menor senescência
foliar e morte (ZHU et al., 2004).
A avaliação dos tricomas em A. fasciata revelou que os brotos que haviam sido
cultivados em meio de cultura contendo PBZ nos BIT, apresentaram um maior número (SNK,
95%) destas estruturas (13,72a tricomas/mm
2
) em relação aos brotos oriundos de meio de
cultura isento deste fitorregulador (9,33b tricomas/mm
2
) (Letras diferentes indicam a
diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias - CV: 16,04%).
Bromeliáceas possuem em sua superfície foliar tricomas, também referidos por
escamas petaladas ou foliares. Essas estruturas conferem às plantas capacidade singular de
absorção de água e nutrientes, até mesmo do ar. Isso alerta para o cuidado quanto ao uso de
defensivos químicos e adubos (PAULA, 2000). Os pêlos escamosos encontrados nas folhas
das bromélias, são responsáveis pela alimentação, absorvendo a água e, com ela as
substâncias nutritivas em solução (Reitz, 1983).
Os tricomas funcionam como válvulas dissipadoras de energia, alternadamente
hidratando e protegendo contra perda de água, excesso de luz e calor. Na maioria das
bromélias os tricomas foliares influenciam o controle de energia, recepção luminosa e
retenção de água. Em espécies mais especializadas eles mediam a absorção de água e nutrição
mineral (BENZING, 2000).
Em A. fasciata, a maior presença de tricomas em culturas que haviam sido
suplementadas com PBZ (Figura 7) pode ter facilitado o processo de aclimatização dos
brotos, contribuindo para melhor sobrevivência e incremento de folhas em relação às culturas
não suplementadas com esse fitorregulador.
Tricomas foliares funcionam sob uma condição variada de ambientes, e sua estrutura e
função variam de acordo com circunstâncias específicas. Estas estruturas nas bases das folhas
ficam continuamente imersas em fluidos nutritivos. No extremo oposto sem a degradação da
biomassa, solo ou produto das formigas estes tricomas sustentam centenas de espécies, na
maioria rupícolas e epífitas. Em A. bracteata foram adicionados aminoácidos e albumina
bovina nos tanques das plantas, e estas substancias diminuíram com o tempo na solução
aquosa do tanque (BENZING, 2000).
39
4.6. Os protocolos regenerativos
Um dos principais pré-requisitos para a produção massal de plantas em escala
comercial é a obtenção rápida de material vegetal de alta qualidade e fácil adaptação a campo.
Nos últimos anos os BIT vem surgindo como ferramentas chaves no processo de produção
massal de mudas (MCALISTER et al. 2002; CATIE, 2003; MURCH et al, 2004).
Neste sentido o trabalho com as bromeliáceas A. fasciata e V. brusquensis atingiu o
objetivo proposto, consolidando protocolos de micropropagação massal para as duas espécies
em questão(Figuras 5 e 6).
40
Figura 5. Protocolo de micropropagação massal para Aechmea fasciata.
Figura 6. Protocolo de micropropagação massal para Vriesea brusquensis.
41
A
DC
B
E G
F
Figura 7. Micropropagação de Aechmea fasciata. A. Planta matriz. B. Brotos
gerados em BIT contendo meio MS isento de fitorreguladores aos 80 dias. C. Brotos
gerados em BIT contendo meio de cultura MS suplementado com 2 µM de PBZ aos
80 dias. D. Brotos gerados em BIT contendo meio de cultura MS suplementado com
2 µM de PBZ durante 60 dias + sub-cultivo em meio MS isento de fitorreguladores
durante 30 dias. E. Brotos oriundos de C + 90 dias de cultivo em meio MS isento de
fitorreguladores. F. Tricoma de E. G. Planta aclimatizada aos 100 dias, oriunda da
rota C-E. Bar.:1cm.
42
B
A C
D E
Figura 8. Micropropagação de Vriesea brusquensis. A. Planta matriz. B. Brotos
gerados em BIT contendo meio de cultura MS suplementado com 2 µM de PBZ. C.
Brotos oriundos de B aos 40 dias de sub-cultivo em meio MS isento de
fitorreguladores. D. Brotos oriundos de B aos 80 dias de sub-cultivo em meio MS
isento de fitorreguladores. E. Aclimatização das culturas aos 100 dias, plantas
oriundas da rota B-C-D. Bar.: 1cm.
43
5. CONCLUSÕES
a)
b)
c)
d)
e)
O sistema de estabelecimento in vitro através da germinação asséptica de sementes em
meio de cultura MS basal mostra efetividade e comprova a possibilidade de
propagação das espécies fora do seu ambiente natural de regeneração, já que os
explantes eram oriundos de plantas matrizes ex situ;
Os biorreatores de imersão temporária são ferramentas importantes na propagação
massal de plantas, e a exemplo de outras culturas mostraram-se efetivos na
micropropagação de propágulos das bromélias estudadas no presente trabalho;
O fitorregulador PBZ consolidou-se como ferramenta chave no processo de
multiplicação massal e estabelecimento ex vitro de bromélias geradas nos BIT,
possibilitando, além de melhores taxas proliferativas, uma melhor padronização e
sincronização do desenvolvimento dos propágulos obtidos;
A excreção de compostos fenólicos para o meio de cultura prejudica a proliferação in
vitro de A. fasciata, sendo que as melhores taxas proliferativas podem ser associadas a
menor concentração destes compostos;
A utilização de PBZ favorece a formação de tricomas em A. fasciata e a maior
presença destas estruturas facilita o processo de aclimatização dos brotos, contribuindo
para melhores sobrevivência e incremento de folhas em relação a culturas não
suplementadas com esse fitorregulador.
44
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALVARD, D.; COTE, F.; TEISSON, C.. Comparison of methods of liquid medium culture for banana
micropropagation – Effects of temporary immersion of explants. Plant Cell Tissue and Organ
Culture, v.32, p.55-60, 1993.
BAI, S.; CHANEY, W. Gibberellin synthesis inhibitors affect electron transport in plant mitochondria.
Plant Growth Regulation, v.35, p.257-262, 2001.
BENZING, D.H. Bromeliaceae Profile of an Adaptive Radiation. Cambridge University Press,
ISBN 0 521 43031 3, 690p., 2000.
CABASSON, C.; ALVARD, D.; DAMBIER, D.; OLLITRAULT, P.; TEISSON, C. Improvement of
Citrus somatic embryo development by temporary immersion. Plant Cell, Tissue and Organ
Culture, v.50, p.33-37, 1997.
CATIE. Projects. Massive micropropagation of F1 hybrids of Coffea arabica by somatic
embryogenesis as support of the regional improvement programme. Disponível em:
<http://www.catie.ac.cr/research/research>. Acesso em 15 de janeiro de 2003.
DAL VESCO, L. L.; NOVAES, A. L. T. PINTO, T. H.; POMPELLI, M.F.; RIBEIRO, R. J.;
GUERRA, M.P. Protocolo para a micropropagação de bromélias ornamentais em biofábricas. In: VIII
Congresso Brasileiro De Fisiologia Vegetal, Ilhéus, BA, Anais..., p.278, 2001a.
DAQUINTA, M.; ESPINOSA, P.; ESCALONA, M. Bromeliads micropropagation in temporary
immersion system. In: BioVeg’99 - Internacional Workshop on Plant Biotechnology, Ciego de Avila,
Cuba, Anais..., p.19-23, 1999.
ESCALONA, M.; GONZÁLEZ, B.L.; LORENZO, J.C.; DAQUINTA, M.; ESPINOSA, P.;
FUNDORA, Z.; ESPINOSA, D.; BORROTO, C. Propagación in vitro de la Piña en sistemas de
inmersión temporal. In: BioVeg’97 – Técnicas de Avanzada Aplicadas a la Propagación Masiva de
Plantas, Ciego de Avila, Cuba, Anais..., p.23, 1997.
ESCALONA, M.; LORENZO, J.C.; GONZÁLEZ, B.; DAQUINTA, M.; GONZÁLEZ, J.L.;
DESJARDINS, Y.; BORROTO, C.G. Pineapple (Ananas comosus L. Merr) micropropagation in
temporary immersion systems. Plant Cell Reports, v.18, p.743-748, 1999.
FEUSER, S. Micropropagação de abacaxizeiro (Ananas comosus) e avaliação da fidelidade
genotípica por marcadores moleculares. Dissertação (Mestrado em Biotecnologia, CCB/UFSC).
Florianópolis, SC, 70p., 2000.
FEUSER, S.; MELER, K.; DAQUINTA, M.; GUERRA, M.P.; NODARI, R.O. Genotypic fidelity of
micropropagated pineapple (Ananas comosus) plantlets assessed by isozyme and RAPD markers.
Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.72, p.221-227, 2003.
FEUSER, S.; NODARI, R.O.; GUERRA, M.P. Eficiência Comparativa dos Sistemas de Cultura
Estacionária e Imersão Temporária para a Micropropagação do Abacaxizeiro. Revista Brasileira de
Fruticultura, v.23, p.006-010, 2001.
GEORGE, E.F. Plant propagation by tissue culture. Part 1. The Technology, ISBN 0-9509325-4-X,
London: Exegetics Ltd., England, 574p. 1993.
HERMAN, E.B. Regeneration, micropropagation and media. In: Herman, E.B. (ed). Recent Advances
in Plant Tissue Culture, Agritech, Shrub Oak, NY, p.1988-1991, 1991.
45
KLEIN, R.M. Espécies raras ou ameaçadas de extinção - Estado de Santa Catarina: mirtáceas e
bromeliáceas. IBGE, v.1, 283p, 1990.
LEGRAND, B.; BOUAZZA, A. Changes in peroxidase and IAA-oxidase activities during
adventitious bud formation from small root explant of Cichorium intybys L.: influence of glucose.
Journal of Plant Physiology, v.138, p.102-106, 1991.
LEMOS, E.E.P.; FERREIRA, M.S.; ALENCAR, L.M.C.; OLIVEIRA, J.G.S.; MAGALHÃES,V.S.
Micropropagação de clones de banana cv. terra em biorreator de imersão temporária. Revista
Brasileira de Fruticultura, v.23, n.3, p.482-487, 2001.
LORENZO, J.C.; BLANCO, M.A.; PELÁEZ, O.; GONZÁLEZ, A.; CID, M.; IGLESIAS, A.;
GONZÁLEZ, B.; ESCALONA, M.; ESPINOSA, P.; BORROTO, C. Sugarcane micropropagation and
phenolic excretion. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. v.65, p.1-8, 2001.
LORENZO, J.C.; GONZÁLEZ, B.C.; ESCALONA, M.; TEISSON, C.; ESPINOSA, P; BORROTO,
C. Sugarcane shoot formation in an improved temporary immersion system. Plant Cell, Tissue and
Organ Culture, v.55, p.79-83, 1998.
MCALISTER, B.; FINNIE, J.; WATT, M.P.; BLAKEWAY, F. Use of the Temporary Immersion
Bioreactor System (RITA®) for the production of commercial Eucalyptus clones at Mondi Forests
(SA). In: 1st International Symposium of ‘Liquid Systems for in vitro Mass Propagation of Plants’,
Norway, Abstracts…, p.73, 2002.
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. Micropropagation of Dyckia macedoi - an endangered endemic
Brazilian bromeliad. Botanic Gardens Micropropagation News, v.1, p.70-72, 1993.
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. Micropropagation of ornamental bromeliads (Bromeliaceae). In.:
Bajai, Y.P.S. (ed.) Biotechnology in Agriculture and Forestry, Berlim:Springer-Verlag. v.40, p.43-
57, 1997.
MOREL, G.M.; WETMORE, R.H. Fern callus tissue culture. American Journal Botanic, n.38,
p.141-143, 1951.
MURCH, S.J.; LIU, C.; ROMERO, R.M.; SAXENA, P.K. In vitro culture and temporary immersion
bioreactor production of Crescentia cujete. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.78, p.63–68,
2004.
PAULA, C.C. Cultivo de bromélias, Viçosa: Aprenda fácil, 139p., 2000.
PODWYSZYNSKA, M. Micropropagation of Calathea ornata Koern. Biologia Plantarum, v.39, n.2,
p.79-186, 1997.
RECH FILHO, A.; LISCHKA, R.W.; DAL VESCO, L.L.; GUERRA, M.P. Micropropagação de
Vriesea reitzii em biorreator de imersão temporária. In: I Congresso Brasileiro de Cultura de Tecidos
de Plantas, Lavras, MG, Anais..., p.212, 2003a.
RECH FILHO, A.; LISCHKA, R.W.; DAL VESCO, L.L.; MÜLLER, C.V.; ALVES, G.M.; CUNHA,
L.; GUERRA, M.P. Efeitos do Paclobutrazol na morfogênese in vitro de Vriesea gigantea. Brazilian
Journal of Plant Physiology, v15 (Suplemento, IX Congresso Brasileiro de Fisiologia Vegetal),
p.154, 2003b.
ROBERTS, A.; MATTHEWS, D. The preparation in vitro of chrysanthemum for transplantation to
soil: 5. The 2S, 3S enantiomer of paclobutrazol improves resistance to desiccation. Plant Cell, Tissue
and Organ Culture, v.40, p.191-193, 1995.
46
SANDÓVAL-YUGAR, E.W. Elucidação dos pontos de controle da morfogênese e otimização de
protocolos regenerativos in vitro de Musa sp. Cv. Grand Naine, Dissertação (Mestrado em
Recursos Genéticos Vegetais, CCA/UFSC), 115p., 2002.
SMITH, M.A.L.; SPOOMER, L.A. Vessels, gels, liquid media, and support systems. In: Aitken-
Christie, J.; Kozai, J. Smith, M.A.L. (eds). Automation and environmental control in plant tissue
culture, Kluwer Academic Publ., Dordrecht, p.371-405, 1995.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Plant physiology, 2nd ed, Sinauer Associates, Inc., Sunderland, MA, 792p.,
1998.
TEISSON, C.; ALVARD, D. A New concept of Plant in vitro Cultivation liquid medium: Temporary
immersion. In: Terzi, M.; Cella, R.; Falavigna, A. (eds). Current issues in plant molecular and
cellular biology, Netherlands: Kluwer Academic Publishers, p.105-110, 1995.
TEISSON, C.; ALVARD, D. In vitro production of potato microtubers in liquid medium using
temporary immersion. Potato Resarch, v.42, p.499-504, 1999.
ZHU, L.H.; VAN DE PEPPELB, A.; YUAN LIA, X.; WELANDERA, M. Changes of leaf water
potential and endogenous cytokinins in young apple trees treated with or without paclobutrazol under
drought conditions. Scientia Horticulturae, v.99, n.2, p.133-141, 2004.
ZIV, M. Bioreactor Technology for plant micropropagation. Horticultural reviews, v.24, p.1-30,
2000.
47
CAPÍTULO 2
UNIDADES ENCAPSULÁVEIS DE
BROMÉLIAS A PARTIR DE
MICROBROTOS
48
1. INTRODUÇÃO
A primeira aplicação comercial da micropropagação foi feita por MOREL (1960) ao
multiplicar orquídeas mediante cultura de ápices caulinares e regeneração de protocormos,
estruturas que se diferenciavam e davam origem a embriões.
A tecnologia de sementes sintéticas surgiu como uma ferramenta chave no processo de
multiplicação massal de plantas, principalmente na consolidação de protocolos de aplicação
comercial, onde os fatores economia e tempo estão diretamente ligados ao sucesso da
produção massal de propágulos em escala comercial.
Sementes sintéticas, artificiais ou somáticas, são estruturas análogas à semente
verdadeira ou botânica, e consistem de um embrião somático envolto por uma ou mais
camadas de compostos artificiais, formando uma cápsula. Esta cápsula serve de proteção ao
embrião somático, contra danos mecânicos durante a armazenagem, transporte e semeadura
(GRAY & PUROHIT, 1991; ONISHI et al., 1994). O alginato de sódio apresenta boas
características para o encapsulamento, possui boas propriedades geleificantes, baixo custo,
facilidade de uso e ausência de toxicidade (GUERRA et al., 1998).
Sementes sintéticas podem ser definidas como um embrião somático, dessecado ou
não, e encapsulado com um endosperma sintético, contendo nutrientes, reservas e fungicidas
(NIEVES et al., 1998). Contudo, não somente embriões somáticos podem ser objetos desta
tecnologia. Assim, SAKAMOTO et al., (1995) estabeleceram o conceito de unidade
encapsulável, a qual foi definida como o emprego de qualquer propágulo capaz de ser
convertido em plântulas normais, com as seguintes características gerais: a) o tamanho da
unidade deve estar dentro dos limites do encapsulamento (até 8 mm) e deve ser livre de calo,
ou tecido do explante materno; b) o excesso de crescimento dos brotos deve ser suprimido até
a formação endógena de raízes adventícias; c) devem possuir uma vigorosa habilidade de
conversão em condições ambientais normais; e d) apresentar tolerância contra o estresse.
Comparando estes requisitos com as características apresentadas pelos microbrotos obtidos no
cultivo in vitro de V. fosteriana e V. gigantea, material vegetal de parte do presente trabalho,
é possível inferir que os mesmos enquadram-se no conceito de unidade encapsulável.
Várias culturas não embriogênicas tem sido foco de estudo em trabalhos de
encapsulamento com hidrogel (STANDARDI & PICCIONI, 1998). Os explantes variam de
acordo com a espécie, sendo utilizados microbulbos em Lilium longiflorum (PICCIONI et al.,
1992; STANDARDI et al., 1995), protocormos em Cymbidium giganteum (CORRIE &
TANDON, 1993) e Spathoglottis plicata (STINGH, 1991), fragmentos de rizoma em
Nephroleps sp. (STANDARDI et al., 1994), gemas adventícias em Boehmeria nívea (CHEN
49
et al., 1996) e Morus alba (PATTANAIK & CHAND, 1996), gemas apicais e axilares em
Malus spp. (PICCIONI, 1997; PICCIONI & STANDARDI, 1995), fragmentos de raízes em
Armoracia rusticana (NAKASHIMADA et al., 1995).
Para melhorar a emissão de radícula e conversão das sementes sintéticas, assim como
o desenvolvimento de meristemas apicais e outras estruturas, alguns componentes nutricionais
vêm sendo introduzidos na matriz do alginato de sódio (ARA et al., 1999). Além deles,
osmorreguladores como PEG, sorbitol e manitol (NIEVES et al., 1998), fitorreguladores
como BAP, ABA, AG
3
(MERKLE et al., 1995), bem como antibióticos (MAMIYA &
SAKAMOTO, 2001) também tem demonstrado eficiência na consolidação desta tecnologia.
Em Humulus lupulus, por exemplo, a sacarose é considerada um crioprotetor (MARTÍNEZ et
al., 1999). NIEVES et al., (2001) mostraram que o ABA tem efeito positivo na indução de
embriões somáticos de cana-de-açúcar encapsulados.
Embriões somáticos de manga originários de explantes nucelares encapsulados numa
matriz de alginato (2%) germinaram com sucesso em meio de cultura contendo AG
3
(2,9
µM). O ABA não teve efeito sobre a germinação dos embriões e desenvolvimento das plantas,
ao contrário do AG
3
, provocou um retardamento na germinação (ARA et al., 1999).
A freqüência da regeneração de embriões somáticos de Carica papaya encapsulados
em hidrogel foi significativamente afetada pela concentração de alginato de sódio, a presença
de sais nutritivos na cápsula, bem como na duração do tempo de exposição ao cloreto de
cálcio. Cápsulas constituídas numa matriz com 2,5% de alginato de sódio e metade dos sais de
MS, complexadas durante 10 minutos em solução de cloreto de cálcio, apresentaram boa
uniformidade. Nestas condições foi obtida uma boa freqüência de germinação (77,5%) dos
embriões, que produziram plantas normais (CASTILLO et al., 1998).
Outro componente que vem mostrando potencial na otimização da matriz de alginato é
o carvão vegetal. Estudos demonstram que ele promove um incremento na respiração dos
embriões somáticos, além de reter aglomerados de nutrientes, os quais são gradativamente
liberados para o explante, favorecendo assim o estabelecimento das culturas (SAIPRASAD,
2001).
Em tangerina Cleópatra, o endosperma artificial composto por ABA e manitol,
retardou a germinação e a conversão de embriões zigóticos. Contudo, quando este
endosperma foi suplementado com aminoácidos (prolina, ácido glutâmico e arginina)
observou-se uma aceleração no processo de conversão. Embriões zigóticos encapsulados
germinaram após quatro dias em cultivo (NIEVES et al., 1998).
50
A manutenção dos embriões somáticos em meio de cultura de pré-encapsulamento
promoveu a emissão da radícula de Asparagus officinalis em substrato não estéril, e a
porcentagem média de conversão da semente sintética com estas unidades de encapsulamento
foi de 72% (MAMIYA & SAKAMOTO, 2001).
Várias inovações têm sido aplicadas à técnica de encapsulamento para a produção de
sementes sintéticas. DUPUIS et al. (1994) estabeleceram o sistema de encapsulamento em
cápsulas farmacêuticas. Outra inovação consiste em suspender o material vegetal numa
solução que contem carboximetilcelulose e cloreto de cálcio sobre uma solução de alginato de
sódio em agitação, resultando na formação de uma cápsula com matriz interna líquida. Esta
técnica foi testada com cenoura, resultando em 100% de emissão de radícula das unidades
encapsuladas (PATEL et al., 2000).
Esta tecnologia pode também ser empregada em conjunto com a criopreservação na
conservação in vitro de germoplasma (MARUYAMA et al., 1997), diminuindo assim
vulnerabilidade a alterações climáticas, bem como a incidência de pragas e patógenos (PAUL
et al., 2000).
O encapsulamento dos embriões somáticos de Feijoa sellowiana resultou em 44,4% de
conversão a plântulas, sendo esta percentagem dependente da qualidade dos embriões
somáticos, assim como dos demais componentes da cápsula. Observou-se também que a
utilização de um endosperma artificial promoveu a conversão a plântulas, aumentando a
sobrevivência delas por mais tempo. A utilização do fitorregulador BAP e do osmorregulador
sorbitol, adicionados ao endosperma artificial, melhorou a percentagem de conversão. Outro
fator relevante para a conversão dos embriões somáticos encapsulados como semente sintética
foi a pré-conversão destas, utilizando BAP e AG
3
no meio de cultura (CANGAHUALA
INOCENTE, 2002).
Os embriões somáticos de F. sellowiana podem ser empregados para a produção de
sementes sintéticas por serem sensíveis à desidratação, por serem grandes e apresentarem fácil
manipulação. Utilizando esta técnica, embriões somáticos de F. sellowiana foram
mergulhados em solução de alginato de sódio (1%) e CaCl (50mM) resultando na formação
de sementes. A aplicação de um pré-tratamento com KNO
3
(50 mM) facilitou a emissão de
radícula de embriões somáticos encapsulados, resultando em 81,2% de cápsulas abertas, em
comparação com o tratamento testemunha com água (GUERRA et al., 2001).
GANAPATHI et al. (1992), obtiveram 100% de conversão a plântulas com o
encapsulamento de brotações de bananeira cultivar Basrai. Contudo, esta conversão se deu em
condições in vitro e na presença de meio de cultura indutivo.
51
Diversos estudos com suplementação nutritiva na matriz de alginato de sódio vêm
sendo conduzidos. Contudo, muitos deles apontam para a necessidade de um aperfeiçoamento
das quantidades efetivas de macro e micro nutrientes a serem lançados à matriz de alginato
(PATTNAIK & CHAND, 2000; PICCIONI & STANDARDI, 1995). Íons mono e di-valentes
dos macro e micronutrientes, por exemplo, podem interferir na consistência da matriz de
alginato, causando uma pré-complexação (PICCIONI & STANDARDI, 1995).
SANDÓVAL-YUGAR (2002) observou que microbrotações de bananeira cultivar
Grand Naine, se enquadraram no conceito de unidade encapsulável. Neste caso, o emprego do
meio de cultura MS como endosperma artificial favoreceu significativamente o processo de
manuseio e conversão de microbrotos em plântulas. Os microbrotos apresentaram reservas
suficientes para romper a matriz de alginato da cápsula e foram capazes de converterem em
plântulas sem tratamentos de descomplexação, fator este que reduz os custos e facilita o
sistema de distribuição. A adição de carvão ativado e do fungicida Benomyl à matriz de
alginato diminuiu a oxidação e a contaminação dos microbrotos, respectivamente.
Microbrotos de abacaxi em pré-tratamento de 12 horas em meio de cultura contendo
mio-inositol, ANA (10,8 µM) e AIB (39,4 µM), quando encapsulados em matriz de alginato
de sódio preparada com sais e vitaminas de MS, mio-inositol e sacarose, apresentaram 100%
de conversão em meio de cultura MS adicionado de vitaminas MS, mio-inositol e sacarose,
suplementado com ANA (9,67 µM), AIB (9,84 µM) e KIN (9,29 µM). Plantas produzidas in
vitro por este protocolo, foram estabelecidas com sucesso a campo (SONEJI et al., 2002).
O PBZ é um eficiente indutor de microbrotos em bromélias (RECH FILHO et al.,
2003b). O PBZ tem influência primária na inibição da síntese de giberelina (SMITH et al.,
1991). Os enatiomeros 2S,3S presentes em sua composição, inibem o caminho que conduz a
síntese das giberelinas (ROBERTS & MATTHEWS, 1995).
Nos últimos anos, a tecnologia de sementes sintéticas/unidades encapsuláveis vem se
revelando como ferramenta chave no estabelecimento de protocolos de micropropagação
massal de plantas. Os principais potenciais deste sistema são a micropropagação em larga
escala, manutenção da uniformidade genética das culturas, baixo custo e rápida multiplicação
dos propágulos, além da possibilidade do estabelecimento dos propágulos direto a campo num
estágio mais precoce do que em sistemas convencionais de propagação (SAIPRASAD, 2001).
Entretanto, este último potencial parece ser o maior ponto crítico de controle da tecnologia, já
que na maioria dos trabalhos o assunto é abordado apenas em condições de cultivo
controlado.
52
2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
O presente trabalho objetivou:
a) Estudar métodos que viabilizem o encapsulamento de microbrotos de bromélias em
hidrogel para a obtenção de unidades encapsuláveis;
b) Estudar a influência dos fitorreguladores ANA, BAP, PBZ e AG
3
na sobrevivência das
unidades encapsuláveis de bromélias, para promover estabelecimento inicial de brotos
ex vitro;
c) Consolidar protocolos de micropropagação de bromélias através do estabelecimento ex
vitro via unidades encapsuláveis.
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Material Vegetal
3.1.1. Introdução in vitro
Sementes de V. fosteriana e V. gigantea foram submetidas a um processo de
desinfestação em água contendo detergente Twen 20 durante 10 minutos, álcool 70% durante
dois minutos, Hipoclorito de Sódio 1% durante 20 minutos, e finalmente, três lavagens em
água destilada autoclavada. As sementes foram assepticamente inoculadas em frascos de 300
mL (20 sementes/frasco) contendo 20 mL de meio de cultura geleificado com agar (0,7%),
composto por sais de MS adicionado de 3% de sacarose, vitaminas de Morel, isento de
fitorreguladores. Aos 130 dias a taxa proliferativa foi avaliada, onde foram analisadas três
repetições e cinco unidades amostrais por repetição. Cada unidade amostral perfazia 100
sementes.
3.1.2. Multiplicação das culturas
Plântulas de V. fosteriana e V. gigantea, oriundas da germinação de sementes, foram
submetidas à multiplicação em frascos de 300 mL contendo 15 mL de meio de cultura MS
líquido, adicionado de 3% de sacarose, vitaminas de Morel (1951), suplementado com os
fitorreguladores ANA (2µM) e BAP (4µM). Foram inoculadas cinco plântulas por frasco. As
culturas permaneceram nestas condições durante dois sub-cultivos de 50 dias. Brotos oriundos
desta fase foram sub-cultivados em meio de cultura MS líquido, adicionado de 3% de
sacarose e vitaminas de Morel, isento de fitorreguladores durante 55 dias, sendo então,
utilizados nos experimentos de proliferação in vitro.
53
Aos 155 dias desta etapa a taxa proliferativa (brotos/explante) foi avaliada,
considerando-se quatro repetições e cinco unidades amostrais (cinco frascos) por espécie.
Os meios de cultura utilizados nos experimentos sempre tiveram seu pH ajustado para
5,8, antes da autoclavagem a 121º C e 1 ATM durante 12 minutos. As culturas foram
mantidas em sala de crescimento com temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, e
fotoperíodo de 16 horas com intensidade luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de
lâmpadas fluorescentes de 18 W.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
média SNK (95%).
3.2. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. fosteriana
3.2.1. Micropropagação massal
Brotos de V. fosteriana com altura entre um e dois cm, oriundos do sistema
convencional de cultivo in vitro em meio de cultura MS isento de fitorreguladores, foram
inoculados em frascos de 300 mL contendo 15 mL de meio de cultura MS líquido adicionado
de 3% de sacarose e vitaminas de Morel, suplementado com diferentes níveis de PBZ (0,2,4,6
e 8 µM).
O experimento foi conduzido em um delineamento completamente casualizado com
cinco tratamentos, quatro repetições e cinco unidades amostrais por repetição. Cada unidade
amostral foi composta de um frasco contendo três explantes inoculados. Aos 120 dias da
inoculação avaliou-se à taxa proliferativa (brotos/explante), bem como a distribuição dos
brotos em duas diferentes classes de altura (0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm).
Os meios de cultura sempre tiveram seu pH ajustado para 5,8, antes da autoclavagem a
121º C e 1 ATM durante 12 minutos. As culturas foram mantidas em sala de crescimento com
temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, e fotoperíodo de 16 horas com
intensidade luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de lâmpadas fluorescentes de 18 W.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
média SNK (95%).
3.2.2. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis
Microbrotos com altura entre 0,5 e 1,0 cm, oriundos do experimento de multiplicação,
foram submetidos à técnica de unidades encapsuláveis.
54
Culturas provenientes da multiplicação em meio de cultura MS suplementado com
PBZ (0 e 4 µM) foram submetidas a uma fase de indução durante 10 dias em frascos de 300
mL contendo 15 mL de meio de cultura MS líquido, adicionado de 3% de sacarose, vitaminas
de Morel, isento ou suplementado com o fitorregulador AG
3
(5 µM). Os meios de cultura
tiveram seu pH ajustado para 5,8, antes da autoclavagem a 121º C e 1 ATM durante 12
minutos. As culturas foram mantidas em sala de crescimento com temperatura de 25+2ºC,
umidade relativa de 60
+
5%, e fotoperíodo de 16 horas com intensidade luminosa de 100
µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de lâmpadas fluorescentes de 18 W.
Após esta etapa os microbrotos foram então individualizados e submetidos ao
encapsulamento na matriz de alginato de sódio (1 ou 2%), contendo 50% dos sais de MS. A
complexação das cápsulas foi realizada em solução de CaCl
2
(50 mM) durante 10 minutos. As
unidades encapsuláveis foram submetidas à lavagem em água corrente durante um minuto e
descomplexadas em solução de KNO
3
(100 mM) durante 20 minutos, sendo transplantadas
em bandejas de isopor com 220 células (13 cm
3
) contendo vermiculita. As bandejas foram
então acondicionadas em caixas plásticas com tampas de vidro, permanecendo durante 45 dias
em sala de crescimento (fitotron) com temperatura (25
+
2 ºC) e luminosidade (fotoperíodo de
16 horas com intensidade luminosa de 400 µmol.m
-2
.s
-1
) controladas, sob condições e regas
periódicas com água contendo 20% dos sais de MS.
Após este período, as culturas foram transferidas para bandejas de isopor de 200
células (14 cm
3
) contendo substrato composto por casca de arroz carbonizada (50%) e
suplemento mineral Turfa Fértil (50%) sendo acondicionadas em casa de vegetação com
cobertura de sombrite 50% e nebulização intermitente, durante 60 dias.
O experimento foi conduzido em um delineamento completo casualizado perfazendo
um fatorial 2x2x2 com oito tratamentos, nove repetições e quatro unidades amostrais por
repetição, sendo que cada unidade amostral perfazia uma unidade encapsulável. A
porcentagem de sobrevivência das unidades encapsuláveis foi avaliada aos 45 dias. Além
disso, o incremento médio de folhas no período de 45 a 105 dias foi avaliado.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
média SNK (95%).
55
3.3. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. gigantea
3.3.1. Micropropagação massal
Brotos de V. gigantea, com altura entre 1,0 e 2,0 cm, oriundos do sistema
convencional de cultivo in vitro em meio de cultura MS isento de fitorreguladores, foram
inoculados em frascos de 300 mL contendo 15 mL de meio de cultura MS líquido adicionado
de sacarose (3%), isento ou suplementado com os fitorreguladores ANA (2,0 µM), BAP (4,0
µM) e/ou PBZ (2,0; 4,0; 6,0 µM).
O experimento foi conduzido em um delineamento completamente casualizado, com
oito tratamentos, três repetições e quatro unidades amostrais. Em cada frasco foram
inoculados dois brotos, sendo que cada broto perfazia uma unidade amostral. Aos 100 dias foi
avaliada a taxa de proliferação (brotos/explante), bem como a distribuição dos brotos em duas
diferentes classes de altura (0 a 1,50 / 1,51 a 3,0 cm).
Os meios de cultura sempre tiveram seu pH ajustado para 5,8, antes da autoclavagem a
121º C e 1 ATM durante 12 minutos. As culturas foram mantidas em sala de crescimento com
temperatura de 25
+
2ºC, umidade relativa de 60+5%, fotoperíodo de 16 horas com intensidade
luminosa de 100 µmol.m
-2
.s
-1
provenientes de lâmpadas fluorescentes de 18 W.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
média SNK (95%).
3.3.2. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis
Microbrotos com altura entre 0,5 e 1,0 cm, oriundos do experimento de multiplicação,
foram submetidos à técnica de unidades encapsuláveis.
Culturas provenientes da multiplicação em meio de cultura MS suplementado com
ANA/BAP/PBZ (0:0:0; 2:4:0; 2:4:4; 0:0:4 µM) foram submetidas a uma fase de indução
durante 10 dias em frascos de 300 mL contendo 15 mL de meio de cultura composto por sais
de MS adicionado de 3% de sacarose, vitaminas de Morel, suplementado com o fitorregulador
AG
3
(5µM).
Após esta etapa os microbrotos foram então individualizados e submetidos ao
encapsulamento na matriz de alginato de sódio 2%, contendo 50% dos sais de MS, adicionado
ou não de carvão ativo (1%). A complexação das cápsulas foi realizada em solução de CaCl
2
(50 mM) durante 10 minutos. As unidades encapsuláveis foram submetidas à lavagem em
água corrente durante um minuto e descomplexadas em solução de KNO
3
(100 mM) durante
20 minutos, sendo transplantadas em bandejas de isopor com 220 células (13 cm
3
) contendo
56
vermiculita. As bandejas foram então acondicionadas em caixas plásticas com tampas de
vidro, permanecendo durante 50 dias em sala de crescimento com temperatura de 25+
2 ºC e
fotoperíodo de 16 horas com intensidade luminosa de 400 µmol.m
-2
.s
-1
controladas, sob
condições e regas periódicas com uma solução contendo 20% dos sais de MS.
Após este período, as culturas foram transferidas para bandejas de isopor de 200
células (14 cm
3
) contendo substrato composto por casca de arroz carbonizada (50%) e
suplemento mineral Turfa Fértil (50%) sendo acondicionadas em casa de vegetação com
sombrite 50% e nebulização intermitente, durante 75 dias.
O experimento foi conduzido em um delineamento completo casualizado perfazendo
um fatorial 4x2 com oito tratamentos, quatro repetições e cindo unidades amostrais por
repetição, sendo que cada unidade amostral perfazia uma unidade encapsulável. A
porcentagem de sobrevivência das unidades encapsuláveis foi avaliada aos 50 dias. Além
disso, o incremento médio de folhas no período 50 a 125 dias foi avaliado.
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e ao teste de separação de
média SNK (95%).
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Material Vegetal
4.1.1. Introdução in vitro
O início da germinação das culturas foi observado aos 40 e 30 dias, prolongando-se
até 100 e 75 dias para V. fosteriana e V. gigantea respectivamente. V. fosteriana apresentou
um período de germinação de 60 dias, o maior das quatro espécies do presente trabalho, com
porcentagem de germinação de 78,53%. Já V. gigantea apresentou um período menor de
germinação (45 dias), entretanto a porcentagem de germinação não foi estatisticamente
diferente (77,33% - SNK, 95%). A germinação média destas espécies foi menor do que as
taxas obtidas para V. brusquensis e A. fasciata, nos protocolos regenerativos com BIT.
As sementes de ambas as espécies foram coletadas na coleção de germoplasma do
LFDGV/CCA/UFSC. Entretanto, o sistema de introdução in vitro utilizado mostrou-se efetivo
já que comprova a propagação destas espécies fora do seu ambiente natural de regeneração.
A introdução in vitro das culturas é uma das etapas mais importantes da
micropropagação. A dificuldade maior nesta etapa reside no estabelecimento de culturas
livres de contaminantes, sem causar a mortalidade dos tecidos. Tratamentos pré-determinados
na planta matriz podem ajudar na obtenção de sucesso desta etapa, principalmente no que se
57
refere a microorganismos endógenos (GRATTAPAGLIA & MACHADO, 1998). A
contaminação microbiológica não excedeu 5% nesta fase do cultivo reforçando a efetividade
do protocolo, utilizado também para a introdução in vitro das espécies dos experimentos com
BIT.
4.1.2. Multiplicação das culturas
Aos 155 dias da fase de multiplicação das culturas observaram-se taxas médias de
proliferação na ordem de 3,57 e 3,33 brotos/explante para V. fosteriana e V. gigantea,
respectivamente.
MERCIER & KERBAUY (1993) observaram o desenvolvimento de brotos
adventícios em Dyckia macedoi formados em meio de cultura contendo ANA e BAP. Esses
dois reguladores de crescimento de plantas vêm sendo utilizados com muita eficiência na
indução de brotos adventícios de bromélias cultivadas in vitro (MERCIER & KERBAUY,
1997), e em conjunto com os sais de MS perfazem uma boa ferramenta para a multiplicação
in vitro desta família.
Os brotos gerados nesta fase de cultivo apresentaram praticamente 100% de
aproveitamento no ato de sua utilização para os experimentos de micropropagação massal, o
que confirma a efetividade do meio de cultura (MS) e fitorreguladores utilizados (ANA,
BAP), principalmente na obtenção de explantes padrões para a elaboração de experimentos.
4.2. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. fosteriana
4.2.1. Multiplicação das culturas
Aos 120 dias da inoculação das culturas, quando o experimento foi avaliado,
observou-se uma maior taxa proliferativa (14,45 brotos/explante) em meio de cultura MS
suplementado com 6 µM de PBZ, sendo que a suplementação com 4 µM de PBZ não diferiu
estatisticamente quanto a taxa proliferativa (14,33 brotos/explante) das culturas. Todos os
demais tratamentos, com suplementações superiores e inferiores de PBZ, apresentaram taxas
proliferativas menores (SNK, 95%) em relação aos tratamentos supracitados (Tabela 1).
MERCIER & KERBAUY (1992) observaram a formação de protuberâncias (massas
celulares) em culturas in vitro de V. fosteriana. No isolamento e multiplicação destas culturas
obtiveram taxas de multiplicação na ordem de 22,5 brotos/explante após três meses de cultivo
em meio de cultura suplementado com ANA e BAP.
58
Tabela 1. Efeito do PBZ na proliferação e freqüência de brotos na classe de altura de 0 a 1,5 cm, no
cultivo in vitro de V. fosteriana.
PBZ
(µM)
Proliferação
(brotos/explante)
Freqüência (%)
0-1,5 cm
0
5,33c 76,16b
2
10,42b 95,98a
4
14,33a 95,63a
6
14,46a 97,60a
8
9,78b 95,12a
CV:
5,95% 2,85%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Em Dickia distachia, uma bromélia em extinção do Sul do Brasil, a indução de calos
foi observada quando peças da haste floral foram inoculadas em meios de cultura
suplementados com diferentes tipos e níveis de auxinas (DAQUINTA et al., 1998).
Entretanto, estudos desenvolvidos por POMPELLI (2002), resultaram em um grande avanço
na micropropagação desta espécie, a partir de explantes obtidos de sementes. Este autor
observou que a suplementação de ANA, BAP e PBZ ao meio MS líquido resultou nas mais
altas taxas de multiplicação de brotos (133,6 brotos/explantes), quando comparados com o
uso de meio de cultura geleificado (72,9 brotos/explantes).
O PBZ foi efetivo para a multiplicação in vitro de V. fosteriana e, particularmente a
concentração de 4 µM parece ser a mais adequada para a propagação desta espécie, já que
outros experimentos mostraram que níveis mais altos tendiam a promover efeitos fitotóxicos
nos explantes. Uma regressão polinomial de segunda ordem (Figura 1) demonstrou esta
tendência do comportamento da espécie frente as diferentes concentrações de PBZ, onde é
possível observar que até os níveis entre 4 e 6 µM a taxa proliferativa aumentou, e após isso
diminuiu novamente.
A avaliação da distribuição dos brotos gerados nas diferentes classes de altura (Tabela
1), novamente revelou a efetividade do PBZ em inibir a síntese de giberelina e promover uma
maior multiplicação das culturas através da indução da brotação de gemas axilares. Observou-
se que nos tratamentos suplementados com PBZ a freqüência de brotos na classe de altura de
0 a 1,5 cm foi acima de 95%, maior (SNK, 95%) do que a freqüência obtida em meio de
cultura isento deste fitorregulador (76,16 %). Dentro desta classe de altura foram obtidos 60%
de explantes aptos a submissão a técnica de unidades encapsuláveis (0,5 a 1,0 cm), fato que
ditou a quantidade de repetições e unidades amostrais para o seguimento dos experimentos.
59
Figura 1. Efeito do PBZ na proliferação de brotos in vitro de V. fosteriana aos 120 dias de cultivo no
sistema convencional em meio de cultura MS.
4.2.1. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis
O tempo de descomplexação em KNO
3
não foi suficiente para o rompimento das
cápsulas. Isto facilitou o transplante das unidades encapsuláveis nas bandejas com
vermiculita.
Aos 12 dias da implantação do experimento observou-se o início do rompimento das
cápsulas. Na ocasião da avaliação de sobrevivência, onde foi verificada a porcentagem de
plantas efetivamente estabelecidas via unidades encapsuláveis observou-se uma maior
viabilidade média (86,13% de sobrevivência) em brotos provenientes da micropropagação em
meio de cultura MS suplementado com PBZ (4 µM), pré-induzidas em meio de cultura MS
suplementado com AG
3
(5 µM), encapsuladas em matriz de alginato de sódio 2% (Tabela 2 –
Figura 3).
Tabela 2. Efeito do PBZ, AG
3
e alginato de sódio na porcentagem de sobrevivência das unidades
encapsuláveis aos 45 dias em fitotron.
Alginato de Sódio Outras Interações Significativas
PBZ
(µM)
AG
3
(µM)
1% 2%
PBZ AG
3
PBZ:AG
3
PBZ:Alginato
0
8,33c 11,10c 24,99B 0:0 9,71c 0:1 6,94c
0
5
5,55c 13,88c
9,71B
39,59A 0:5 9,71c 0:2 12,49c
0
24,98c 55,58b 4:0 40,28b 4:1 38,89b
4
5
52,80b 86,13a
54,87A
4:5 69,46a 4:2 70,85a
Alginato
22,91b 41,67a CV: 27,32
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
60
Culturas geradas em meio de cultura MS suplementado com PBZ (4 µM) mostraram-
se mais aptas ao processo de estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis. O
PBZ proporcionou uma melhor (SNK, 95%) sobrevivência (54,87%) em relação a culturas
não suplementadas (9,71%).
Plantas cultivadas in vitro são altamente susceptíveis a dessecação quando submetidas
ao processo de transferência a campo, ou seja, a aclimatização. A sobrevivência das plantas
depende de sua habilidade para alcançar a fotossíntese e resistir a perda de água. PANAIA et
al.,(2000) em seu trabalho com
Symonanthus bancroftii
observaram que meio suplementado
com 10,2 µM de PBZ aumentou a sobrevivência (90%) quando comparado a tratamentos
controles que apresentaram apenas 50% de sobrevivência. Neste mesmo trabalho verificaram
que o PBZ proporcionou um maior número de raízes por broto, além de um significativo
aumento na resposta ao enraizamento.
O AG
3
, a exemplo do PBZ, também foi efetivo no estabelecimento das unidades
encapsuláveis. A indução das culturas em meio MS suplementado com 5 µM deste
fitorregulador promoveu um aumento de 58,4 % na taxa de sobrevivência (Tabela 2). Além
disso, observou-se aos 60 dias da transferência das culturas para casa de vegetação, que o AG
3
promoveu um incremento de 22 % na formação de folhas (Tabela 3).
Tabela 3. Efeito do AG
3
no incremento médio de folhas de plântulas de V. fosteriana estabelecidas ex
vitro através de unidades encapsuláveis. Culturas aos 60 dias em casa de vegetação.
AG
3
(µM)
INCREMENTO FOLHAS
0
3,89B
5
4,76A
CV: 6,92%
OBS: Letras diferentes indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Na micropropagação de cana-de-açúcar, a utilização de 1,0 mg.L
-1
(3,4 µM) de PBZ
aumentou significativamente (2,4 vezes) a taxa de multiplicação das culturas. A adição de 1,0
mg.L
-1
de AG
3
em sub-cultivo subseqüente, aumentou o crescimento em altura dos brotos em
3,4 vezes (LORENZO et al., 1998).
Feuser et al., (2001) observaram que apesar do PBZ aumentar a taxa de multiplicação
do abacaxizeiro foi necessário adicionar-se AG
3
ao meio de cultura para estimular o
alongamento das brotações.
Em meio de cultura contendo AG
3
(2,9 µM), embriões somáticos de manga originários
de explantes nucelares encapsulados numa matriz de alginato (2%), germinaram com sucesso
(ARA et al., 1999). Em sementes sintéticas de mamão a freqüência da regeneração de
61
embriões somáticos foi significativamente afetada pela concentração de alginato de sódio, a
presença de sais nutritivos na cápsula, bem como na duração do tempo de exposição ao
cloreto de cálcio. Cápsulas constituídas numa matriz com 2,5% de alginato de sódio e metade
dos sais de MS, complexadas durante 10 minutos em solução de cloreto de cálcio,
apresentaram boa uniformidade. Nestas condições foi obtida uma boa freqüência de
germinação (77,5%) dos embriões, que produziram plantas normais (CASTILLO et al.,
1998).
Interações específicas entre os fatores PBZ e AG
3
(Tabela 2) demonstram que de fato
a conjugação destes fitorreguladores favoreceu a germinação das unidades encapsuláveis.
Além disso, a união do PBZ com 2% de alginato também foi determinante para o sucesso do
processo (Tabela 2).
Plantas obtidas foram estabelecidas com sucesso na coleção de germoplasma do
LFDGV/CCA/UFSC. No presente trabalho, foi estabelecido um protocolo (Figura 2) para
multiplicação e estabelecimento ex vitro via unidades encapsuláveis para V. fosteriana.
Trabalhos futuros poderão aperfeiçoá-lo, principalmente no que tange ao aumento da taxa
proliferativa das culturas. A conjugação com a tecnologia dos BIT pode ser fundamental na
otimização do processo.
Figura 2. Protocolo regenerativo para V. fosteriana. Rota de estabelecimento in vitro, multiplicação e
estabelecimento ex vitro via unidades encapsuláveis.
A
GF
EDC
B
H
I
J K
62
Figura 3. Unidades encapsuláveis de V. fosteriana. A. Planta matriz. B. Microbrotos aos 120 dias
em meio de cultura MS suplementado com 4 µM de PBZ. C. Microbroto individualizado após B +
10 dias de indução em meio de cultura MS suplementado com 4 µM de AG
3
. D. Microbroto C
encapsulado em matriz de alginato de sódio 2% adicionada dos sais de MS½. E. Transplante da
unidade encapsulável D em substrato vermiculita no F. fitotron. G, H e I. Estabelecimento das
unidades encapsuláveis D respectivamente aos 15, 24 e 45 dias de cultivo em vermiculita. J e H.
Respectivamente aos 30 e 60 dias de cultivo em substrato composto por casca de arroz carbonizada
(50%) e suplemento mineral Turfa Fértil (50%) na casa de vegetação. Bar.: 1cm.
63
4.3. Consolidação de um protocolo regenerativo para V. gigantea
4.3.1. Multiplicação das culturas
A avaliação da taxa proliferativa das culturas aos 100 dias de cultivo revelou como
maior potencial para proliferação da espécie V. gigantea o tratamento composto por meio de
cultura MS suplementado com 4 µM de PBZ. Este meio de cultura proporcionou uma
proliferação média de 21,25 brotos/explante valor este superior (SNK, 95%) aos valores
obtidos em resposta a todos os demais tratamentos (Tabela 4 – Figura 6).
Tabela 4. Efeito do ANA, BAP e PBZ na proliferação (brotos/explante) in vitro de V.gigantea aos 100
dias de cultivo em meio de cultura MS.
PBZ (µM)
ANA/BAP
(µM)
0 2 4 6
ANA/BAP
0/0
2,33e 15,50c 21,25a 18,00b 13,77A
2/4
8,50d 12,08c 18,83b 17,75b 14,29A
PBZ
5,47c 12,79b 20,04a 17,88a CV: 15,63%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Novamente, a exemplo de todos os experimentos realizados no presente trabalho, o
PBZ mostrou-se efetivo no aumento da taxa proliferativa das culturas, promovendo um
incremento significativo, principalmente na suplementação de 4 µM. Observou-se um
aumento da taxa proliferativa até a suplementação de 4 µM, decaindo a seguir. Uma regressão
polinomial de segunda ordem (Figura 4) confirma o comportamento da proliferação frente as
diferentes concentrações de PBZ em V.gigantea, resultado semelhante ao observado nas
outras espécies do trabalho.
RECH FILHO et al. (2003b) observaram que aos 100 dias de cultivo a maior taxa
média de proliferação (20,3 brotos/explante) de V.gigantea ocorreu em resposta ao meio de
cultura MS suplementado com PBZ (4µM), sem, contudo, revelar diferenças estatísticas das
respostas obtidas com o meio de cultura suplementado com PBZ (6µM) e com ANA (2µM),
BAP (4µM) e PBZ (4µM). Já aos 170 dias, observou-se que culturas provenientes da primeira
fase em meio de cultura MS, suplementado com ANA (2µM), BAP (4µM) e PBZ (2, 4 ou
6µM) e sub-cultivadas para meio de cultura MS, isento de fitorreguladores, resultaram em
uma taxa média de proliferação de 2,1 brotos/explante, configurando um efeito residual destes
reguladores. Estes autores observaram que o PBZ pode induzir a formação de aglomerados de
gemas, inibindo a dominância de microbrotos e aumentando a taxa proliferativa em sistemas
de cultivo in vitro.
64
Figura 4. Efeito do PBZ na proliferação in vitro de V.gigantea.
De maneira geral a suplementação de ANA e BAP ao meio de cultura MS não foi
significativa para o aumento da taxa proliferativa das culturas (Tabela 4). Entretanto, na
interação dos dados foi possível observar um favorecimento da proliferação e freqüência de
brotos na classe de altura de 0 a 1,5 cm em culturas oriundas apenas da suplementação destes
dois fitorreguladores sem PBZ, frente ao tratamento com meio de cultura isento (Tabela 5).
Isto demonstra que estes dois fitorreguladores podem ter efeito positivo no incremento da taxa
proliferativa em meios não suplementados com PBZ. Em conjunto com os sais de MS, esses
dois reguladores de crescimento de plantas vêm sendo utilizados com muita eficiência na
indução de brotos adventícios de bromélias cultivadas in vitro (MERCIER & KERBAUY,
1997).
A avaliação de distribuição dos brotos em diferentes classes de altura mostrou que o
PBZ promove uma diminuição na altura dos microbrotos gerados, já que em função de sua
gradativa suplementação ao meio de cultura MS promoveu um incremento linear na
freqüência de brotos na classe de altura de 0 a 1,5 cm (Tabela 5). Além disso, 60% dos brotos
desta classe de altura apresentavam-se em condições encapsulamento nos tratamentos com a
suplementação de 4 µM de PBZ (Figura 6).
65
Tabela 5. Efeito do ANA, BAP e PBZ na freqüência de brotos (%) na classe de 0 a 1,50 cm, no
cultivo in vitro de V. gigantea, em meio de cultura MS.
PBZ (µM)
ANA/BAP
(µM)
0 2 4 6
ANA/BAP
0/0
46,63b 71,93a 75,65a 87,57a 70,44A
2/4
77,23a 75,74a 79,20a 82,75a 78,73A
PBZ
61,93b 73,82ab 77,42a 85,16a CV: 16,58%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
4.3.2. Estabelecimento ex vitro através de unidades encapsuláveis
Na avaliação viabilidade das culturas estabelecidas ex vitro através de unidades
encapsuláveis, observou-se aos 50 dias uma maior taxa de sobrevivência (85%) nas culturas
oriundas de meio de cultura MS suplementado com 4 µM de PBZ, ou então MS suplementado
com 2 µM de ANA + 4 µM de BAP + 4 µM de PBZ, que apresentou a mesma taxa de
sobrevivência. Ambos os tratamentos foram encapsulados em matriz de alginato sem a
presença de carvão ativo (Tabela 6 – Figura 6).
Tabela 6. Efeito do ANA, BAP, PBZ e do carvão ativo, na taxa de sobrevivência (%) das unidades
encapsuláveis de V. gigantea.
Carvão Ativo (%) Outras Interações significativas
ANA/BAP
(µM)
PBZ
(µM)
0 1
ANA/BAP PBZ
ANA/BAP:PBZ ANA/BAP:CA PBZ:CA
0
25bc 10c 29b
0/0:0
18c
0/0:1
38b
0:1
25c
0/0
4
85a 65a
46B
76a
0/0:4
75a
0/0:0
55a
0:0
33c
0
40b 40b
2/4:0
40b
2/4:1
55a
4:1
68b
2/4
4
85a 70a
59A
2/4:4
78a
2/4:0
63a
4:0
85a
Carvão Ativo
59a 46b CV: 22,86%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
A exemplo do experimento com V. fosteriana, o PBZ mostrou-se efetivo no
incremento da taxa de sobrevivência das culturas. Sua suplementação ao nível de 4 µM
promoveu uma taxa média de 76% de sobrevivência, frente a 29% em culturas não
suplementadas (Tabela 6 – Figura 5).
Na última década, alguns trabalhos vêm relatando os efeitos benéficos do PBZ, em
relação a melhor habilidade das planta no estabelecimento ex vitro. Estes efeitos estão
relacionados com uma melhora na resistência à dessecação e atribuídos a: a) uma redução na
relação peso fresco/seco dos brotos; b) um incremento na cerosidade por unidade de área
foliar; c) um melhoramento na habilidade do fechamento dos estômatos em resposta ao
estresse hídrico; d) encurtamento e engrossamento das raízes (ROBERTS & MATTHEWS,
1995; PODWYSZYNSKA, 1997).
66
Os fitorreguladores ANA e BAP também se mostraram efetivos no incremento da taxa
de sobrevivência aos 50 dias do estabelecimento ex vitro das unidades encapsuláveis. Culturas
induzidas em meio composto por estes fitorreguladores apresentaram sobrevivência média de
59%, significativamente superior (SNK, 95%) a culturas não induzidas que apresentaram 46%
de sobrevivência (Tabela 6). Além disso, estes dois fitorreguladores promoveram melhor
formação de folhas na segunda fase (em casa de vegetação dos 50 aos 125 dias) do
estabelecimento ex vitro, aumentando em 1,5 vezes o número de folhas por planta (Tabela 7).
A presença do carvão ativo a matriz de encapsulamento não se mostrou efetiva,
diminuindo de 59% para 46% a taxa de sobrevivência das culturas (Tabela 6). Entretanto, a
adição de 1% desta substância mostrou-se efetiva na segunda fase do processo de
estabelecimento ex vitro, incrementando de 4,54 para 4,96 o número de folhas por planta
(Tabela 7).
Tabela 7. Efeito do ANA, BAP e PBZ, e do carvão ativo no incremento médio de folhas no processo
de estabelecimento ex vitro de unidades encapsuláveis de V.gigantea.
Carvão Ativo (%)
ANA/BAP/PBZ
(µM)
0 1
ANA/BAP/PBZ
0/0/4
3,25b 4,42a 3,83B
2/4/4
5,83a 5,50a 5,67A
Carvão Ativo
4,54b 4,96a CV: 15,2%
OBS: Letras diferentes com o mesmo caractere indicam a diferença estatística (SNK, 95%) entre as médias.
Estudos demonstram que a adição de carvão ativo a matriz de alginato promove um
incremento na respiração dos embriões somáticos, além de reter aglomerados de nutrientes, os
quais são gradativamente liberados para o explante, favorecendo assim o estabelecimento das
culturas (SAIPRASAD, 2001). O seu comportamento nas unidades encapsuláveis de
V.gigantea parece ter sido semelhante, já que apesar de diminuir a sobrevivência na fase
inicial de estabelecimento, foi um fator promotor do incremento foliar na fase seguinte.
Contudo, as diferenças foram mais significativas quanto a taxa de sobrevivência, tornando
assim dispensável a utilização deste composto na matriz de alginato.
Plantas obtidas foram estabelecidas com sucesso na coleção de germoplasma do
LFDGV/CCA/UFSC. O trabalho revelou uma rota (Figura 5) de estabelecimento in vitro,
multiplicação e estabelecimento ex vitro via unidades encapsuláveis como um protocolo
efetivo na obtenção de plantas sadias de V.gigantea. Assim como em V.fosteriana, a
conjugação com a tecnologia dos BIT poderá incrementar a taxa de multiplicação das
culturas, otimizando o processo.
67
Nos dois protocolos obtidos por intermédio da tecnologia de unidades encapsuláveis,
eliminou-se uma fase de cultivo dentro do laboratório, a fase de crescimento dos brotos e
preparo para aclimatização. Além disso, no sistema convencional de micropropagação,
somente após esta fase as culturas iriam iniciar o processo de aclimatização. Portanto, as
características de baixo custo e rápida multiplicação dos propágulos, além da possibilidade do
estabelecimento dos propágulos direto a campo num estágio mais precoce do que em sistemas
convencionais de propagação (SAIPRASAD, 2001) foi confirmada.
Figura 5. Protocolo regenerativo para V. gigantea Rota de estabelecimento in vitro, multiplicação e
estabelecimento ex vitro via unidades encapsuláveis.
A B
C D E
F
I J
HG
68
Figura 6. Unidades encapsuláveis de V.gigantea. A. Planta matriz. B. Microbrotos aos 100 dias
em meio de cultura MS suplementado com 2 µM ANA + 4 µM BAP + 4 µM de PBZ. C.
Microbroto individualizado após B + 10 dias de indução em meio de cultura MS suplementado
com 4 µM de AG
3
. C. Microbrotos individualizados após B + 10 dias de indução em meio de
cultura MS suplementado com 4 µM de AG
3
. D. Microbrotos C encapsulados em matriz de
alginato de sódio 2% adicionada de ½ dos sais de MS. E. Transplante das unidades encapsuláveis
D em substrato vermiculita nas bandejas de isopor acondicionadas em F. caixas plásticas com
tampa de vidro. G e H. Estabelecimento das unidades encapsuláveis D respectivamente aos 12 e
25 dias de cultivo em vermiculita. I. Aos 75 dias de cultivo em substrato composto por casca de
arroz carbonizada (50%) e suplemento mineral Turfa Fértil (50%) na casa de vegetação. J. I +
100 dias na coleção de germoplasma. Bar.: 1cm.
69
5. CONCLUSÕES
a) O fitorregulador PBZ é uma importante ferramenta para a multiplicação in vitro de V.
fosteriana e V. gigantea, promovendo boas taxas proliferativas e permitindo a
obtenção de microbrotos para o encapsulamento em hidrogel;
b) Em conjunto com o AG
3
, o PBZ favorece o estabelecimento ex vitro de unidades
encapsuláveis de bromélias;
c) O PBZ, ANA e BAP são efetivos no incremento do número de folhas nas plântulas
estabelecidas ex vitro via unidades encapsuláveis;
d) A tecnologia de unidades encapsuláveis consolida-se como ferramenta fundamental
para o estabelecimento de propágulos direto a campo, em estágios mais precoces do
que em sistemas convencionais de propagação, permitindo uma melhor otimização dos
protocolos de micropapagação por possibilitar a eliminação de estágios da cultura in
vitro, em favor do crescimento ex vitro. Uma redução nos custos de produção poderá
ser uma decorrência destas melhorias.
70
6. REFERÊCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ARA, A.; JAISWAL, U.; JAISWAL, V. S. Germination and plantlet regeneration from encapsulated
somatic embryos of mango (Mangifera indica L.). Plant Cell Reports, v. 19, p.166–170, 1999.
CANGAHUALA INOCENTE, G.C. Embriogênese Somática e Sementes Sintéticas em Feijoa
sellowiana Berg.: Sistema Referência e aspectos morfo-histológicos e bioquímicos. Dissertação.
(Mestrado em Recursos Genéticos Vegetais / CCA / UFSC) Florianópolis, SC, 137p., 2002.
CASTILLO, B.; SMITH, M.A.L.; YADAVA, U.L. Plant regeneration from encapsulated somatic
embryos of Carica papaya L. Plant Cell Reports, v.17, p.172-176, 1998.
CHEN, D.F.; CHEN, X.W.; LI, Z.D. Germination and storage characteristics of ramie artificial seeds
made of adventitious buds. China’s Fibre Crops, v.2, p.1-5, 1996.
CORRIE, S.; TANDON, P. Propagation of Cymbidium giganteum Wall. trough high frequency
conversion of encapsulated protocorms under in vivo and in vitro conditions. Indian J. Exp. Biol.,
v.31, p.61-64, 1993.
DAQUINTA, M.; ALMEIDA, A.P.; GUERRA, M.P. In vitro morphogenesis of immature flower and
buds of flower stalk in Dyckia distachya. Journal of the Bromeliad Society, v. 49, p.72-76, 1998.
DUPUIS, J. M. Pharmaceutical capsules as a coating system for artificial seeds. Bio-Technology, v.
12, n. 4, p.385-389, 1994.
FEUSER, S.; NODARI, R.O.; GUERRA, M.P. Eficiência Comparativa dos Sistemas de Cultura
Estacionária e Imersão Temporária para a Micropropagação do Abacaxizeiro. Revista Brasileira de
Fruticultura, v.23, p.006-010, 2001.
GANAPATHI, T. R.; SUPRASANNA, P.; BAPAT, V.A.; RAO, P.S. Propagation of banana through
encapsulated shoot tips. Plant Cell Reports, v.11, p.571-575, 1992.
GRATTAPAGLIA, D.; MACHADO, A. Micropropagação. In: Torres, A.C.; Caldas, L. S.; Buso, J. A
(eds). Cultura de Tecidos e Transformação Genética de Plantas. Brasília: Embrapa, v.1, p.183-
260, 1998.
GRAY, D.J.; PUROHIT, A. Somatic embryogenesis and development of synthetic seed technology.
Critical Reviews in Plant Sciences. v.10 p.33–61, 1991.
GUERRA, M. P.; DAL VESCO, L.L.; DUCROQUET, J.P.H.J.; NODARI, R.O.; REIS, M.S. Somatic
embryogenesis in Feijoa sellowiana: Genotype Response, Auxinic shock and Synthetic Seeds.
Revista Brasileira de Fisiologia Vegetal, v.13, n.2, p.117–128, 2001.
GUERRA, M. P.; TORRES, A. C.; TEIXEIRA, J. B. Embriogênese Somática e Sementes Sintéticas.
In: Torres, A.C.; Caldas, L. S.; Buso, J. A (eds). Cultura de Tecidos e Transformação Genética de
Plantas, Brasília: Embrapa, v.2, p.533–568, 1998.
LORENZO, J.C.; GONZÁLEZ, B.C.; ESCALONA, M.; TEISSON, C.; ESPINOSA, P; BORROTO,
C. Sugarcane shoot formation in an improved temporary immersion system. Plant Cell, Tissue and
Organ Culture, v.55, p.79-83, 1998.
MAMIYA, K.; SAKAMOTO, Y. A method to produce encapsulatable units for synthetic seeds in
Asparagus officinalis. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.64, p.27–32, 2001.
71
MARTÍNEZ, D.; TAMÉS, R. S.; REVILLA, M. A. Cryopreservation of in vitro-grown shoot-tips of
hop (Humulus lupulus L.) using encapsulation/dehydration. Plant Cell Reports, v.19, p.59–63, 1999.
MARUYAMA, E.; KINOSHITA, I.; ISHII, K.; OHBA, K.; SAITO, A. Germoplasm conservation of
the tropical forest trees, Cedrela odorata L., Guazuma crinita Mart., and Jacaranda mimosaefolia D.
Don., by shoot tip encapsulation in calcium-alginate and storage at 12-25°C. Plant Cell Reports, v.16,
p.393-396, 1997.
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. In vitro multiplication of Vriesea fosteriana. Plant Cell, Tissue
and Organ Culture, n.30, p.247-249, 1992.
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. Micropropagation of Dyckia macedoi - an endangered endemic
Brazilian bromeliad. Botanic Gardens Micropropagation News, v.1, p.70-72, 1993.
MERCIER, H.; KERBAUY, G.B. Micropropagation of ornamental bromeliads (Bromeliaceae). In.:
Bajai, Y.P.S. (ed.) Biotechnology in Agriculture and Forestry, Berlim:Springer-Verlag. v.40, p.43-
57, 1997.
MERKLE, S.A.; PARROTT, W.A.; WILLIAMS, E.G. Applications of somatic embryogenesis and
embryo cloning. In: Bhojwani, S.S. Plant Tissue Culture: applications and limitations,
Developments in crops science 19, Amsterdam, Elsevier, p.67–101, 1995.
MOREL, G.M. Producing vírus-free cymbidiums. American Orchid Society Bullein, v.29, p.495-
497, 1960.
MOREL, G.M.; WETMORE, R.H. Fern callus tissue culture. Am.J.Bot., n.38, p.141-143, 1951.
NAKASHIMADA, Y.; UOZUMI, N.; KOBAYASHI, T. Production of plantlets for use as artificial
seeds from horseradish hairy roots fragmented in a blender. J. Ferment Bioeng, v.79, p.458-464,
1995.
NIEVES, N.; LORENZO, J.C.; BLANCO, M.A.; GONZÁLEZ, J.; PERALTA, H.; HERNÁNDEZ,
M.; SANTOS, R.; CONCEPCIÓN, O.; BORROTO, C.G.; BORROTO, E.; TAPIA, R.; MARTINEZ,
M.E.; FUNDORA, Z.; GONZÁLEZ, A. Artificial endosperm of Cleopatra tangerine zygotic embryos:
a model for somatic embryo encapsulation. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.54, p.77–83,
1998.
NIEVES, N.; MARTINEZ, M.E.; CASTILLO, R.; BLANCO, M.A.; GONZÁLEZ-OLMEDO, J.L.
Effect of abscisic acid and jasmonic acid on partial desiccation of encapsulated somatic embryos of
sugarcane. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.65, p.15-21, 2001.
ONISHI, N.; SAKAMOTO, Y.; HIROSAWA, T. Synthetic seeds as an application of mass production
of somatic embryos. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.39, p. 137–145, 1994.
PANAIA, M.; SENARATNA, T.; BUNN, E. DIXON, K.W.; SIVASITHAMPARAM, K.
Micropropagation of the critically endangered Western Australian species, Symonanthus bancroftii
(F.Muell.) L. Haegi (Solanaceae). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.63, p.23-29, 2000.
PATEL, A.V.; PUSCH, I.; MIX-WAGNER, G.; VORLOP, K.D. A novel encapsulation technique for
the production of artificial seeds. Plant Cell Reports. v. 19, p.868–874, 2000.
PATTNAIK, S.; CHAND, P.K. Morphogenic responses of the alginate-encapsulated axillary buds
from in vitro shoot cultures of six mulberries. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, v.60, p.177-
185, 2000.
72
PATTNAIK, S.K.; CHAND, P.K. Artificial seeds as an aid to clone white mulberry. In: V
International Workshop on Bioencapsulation, Potsdam, Germany, Abstracts…, p.165-168, 1996.
PAUL, H.; DAIGNY, G.; SANGWAN-NORREEL, B. S. Cryopreservation of apple (Malus domestica
Borkh.) shoot tips following encapsulation-dehydration or encapsulation-vitrification. Plant Cell
Reports, v.19, p.768–774, 2000.
PICCIONI, E. Plantlets from encapsulated micropropagated buds of M.26 apple rootstock. Plant
Cell, Tissue and Organ Culture, v.47, p.225-260, 1997.
PICCIONI, E.; GASBARRO, E.; STANDARDI, A. Indagine preliminare sull’incapsulamento di
propaguli di Lilium e di M.27 vitro-derivati. Ann Fac Agrar Univ Stud Perugia, v.46, p.357-371,
1992.
PICCIONI, E.; STANDARDI, A. Encapsulation of micropropagated buds of six wood species. Plant
Cell, Tissue and Organ Culture, v.42, p.221-226, 1995.
PODWYSZYNSKA, M. Micropropagation of Calathea ornata Koern. Biologia Plantarum, v.39, n.2,
p.79-186, 1997.
POMPELLI, M.F. Morfogênese in vitro, métodos de micropropagação e conservação de
germoplasma de Dyckia distachya Hassler, Florianópolis, SC, Dissertação (Mestrado em
Biotecnologia, CCB/UFSC), 93p., 2002.
RECH FILHO, A.; LISCHKA, R.W.; DAL VESCO, L.L.; MÜLLER, C.V.; ALVES, G.M.; CUNHA,
L.; GUERRA, M.P. Efeitos do Paclobutrazol na morfogênese in vitro de Vriesea gigantea. Brazilian
Journal of Plant Physiology, v15 (Suplemento, IX Congresso Brasileiro de Fisiologia Vegetal),
p.154, 2003b.
ROBERTS, A.; MATTHEWS, D. The preparation in vitro of chrysanthemum for transplantation to
soil: 5. The 2S, 3S enantiomer of paclobutrazol improves resistance to desiccation. Plant Cell, Tissue
and Organ Culture, v.40, p.191-193, 1995.
SAIPRASAD, G.V.S. Artificial seeds and their applications. Resonance, May, p.39-47, 2001.
SAKAMOTO, Y.; ONISHI, N.; HIROSAWA, T. Delivery systems for tissue culture by encapsulation.
In: Fennz, A.; Toyoki, C.; Schmit, M. A. Automation and environmental control in plant tissue
culture, Kluwer Academics Publishers, Dordrecht Boston London, p.215-241, 1995.
SANDÓVAL-YUGAR, E.W. Elucidação dos pontos de controle da morfogênese e otimização de
protocolos regenerativos in vitro de Musa sp. Cv. Grand Naine, Dissertação (Mestrado em
Recursos Genéticos Vegetais, CCA/UFSC), 115p., 2002.
SMITH, E.F.; ROBERTS, A.V.; MOTTLEY, J. The preparation in vitro of chrysanthemum for
transplantation to soil: 2. Improved resistence to desiccation conferred by paclobutrazol. Plant Cell,
Tissue and Organ Culture, v.21, p.133-140, 1991.
SONEJI, J.R.; RAO, P.S.; MHATRE, M. Germination of synthetic seeds of pineapple (Ananas
comosus L. Merr.) Plant Cell Reports, v.20, p.891-894, 2002.
STANDARDI, A.; MICHELI, M.; PICCIONI, E. Incapsulamento in alginato di espianti
micropropagati. Italus Hortus, v.2, p.46-52, 1995.
STANDARDI, A.; PICCIONI, E. Recent perspectives on synthetic seed technology using
nonembryogenic in vitro-derived explants. Int. J. Plant Sci., v.159, n.6, p.968-978, 1998.
73
STANDARDI, A.; PICCIONI, E.; LUZI, L.;ROIG, C. Indagine sulla attitudine all’incapsulamento di
propaguli vitro-derivati di diversi specie. In: Giornate Scientifiche Società Orticola Italiana, S. Bento
del Tronto, Proceedings…, p.137-138, 1994.
STINGH, F. Encapsulation of Spathoglottis plicata protocorms. Lindleyana, v.6, p.61-63, 1991.
74
CONSIDERAÇÕES FINAIS E PERSPECTIVAS FUTURAS
Os resultados obtidos no presente trabalho revelaram como importantes ferramentas na
micropropagação de bromélias as tecnologias de biorreatores de imersão temporária e
unidades encapsuláveis. A elas associado, o PBZ consolidou-se como fator importante na
promoção de multiplicação massal de brotos e estabelecimento precoce ex vitro de propágulos
micropropagados.
Os resultados obtidos revelam parâmetros para a aplicabilidade de protocolos visando
a produção massal de bromélias ornamentais com fins comerciais e/ou para a recuperação de
bromélias ameaçadas de extinção.
As concentrações de PBZ e tempos de sub-cultivo no sistema de BIT parecem ser
peculiaridades de cada espécie. Apesar disso, os resultados obtidos servem como parâmetro
importante para estabelecimento de novos avanços nesta área.
Uma peculiaridade do trabalho foi a correlação negativa entre a capacidade
proliferativa das culturas e aumento nos níveis de fenóis presentes no meio de cultura ao
longo dos sub-cultivos. Aprofundar este aspecto associado ao metabolismo das culturas
poderá ser uma ferramenta de elucidação do comportamento regenerativo das culturas.
A tecnologia de unidades encapsuláveis possibilitou o estabelecimento ex vitro dos
propágulos em estágios mais precoces quando comparado a micropropagação convencional,
reduzindo custos e aumentando a eficácia do sistema de produção em larga escala. Contudo a
textura e composição da cápsula poderá ser alvo de refinamento em trabalhos futuros.
Assim, o presente trabalho adicionou novos e importantes elementos para a
micropropagação massal de bromélias, possibilitando a aplicação de protocolos em nível
comercial e contribuindo para o avanço tecnológico nesta área da biotecnologia,
oportunizando a produção massal de propágulos, com conseqüentemente diminuição da ação
indiscriminada de extração destas espécies na Floresta e permitindo a captura e fixação de
ganhos genéticos em híbridos e espécies de alto valor ornamental.
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
