( PDF ) Revisão taxonômica das espécies brasileiras do gênero Argoravinia (Diptera: Sarcophagidae)

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MUSEU PARAENSE EMÍLIO GOELDI

UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ZOOLOGIA

CURSO DE MESTRADO EM ZOOLOGIA

REVISÃO TAXONÔMICA DAS ESPÉCIES BRASILEIRAS DO GÊNERO

ARGORAVINIA (DIPTERA: SARCOPHAGIDAE)

Fernando da Silva Carvalho Filho

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-

graduação em Zoologia, Curso de Mestrado, do

Museu Paraense Emílio Goeldi e Universidade

Federal do Pará como requisito parcial para

obtenção do grau de mestre em Zoologia.

Orientadora: Dra. Maria Cristina Esposito

BELÉM – PARÁ

2009

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Livros Grátis

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Milhares de livros grátis para download.

FERNANDO DA SILVA CARVALHO FILHO

REVISÃO TAXONOMICA DAS ESPÉCIES BRASILEIRAS DO GÊNERO

ARGORAVINIA (DIPTERA: SARCOPHAGIDAE)

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-

graduação em Zoologia, Curso de Mestrado, do

Museu Paraense Emílio Goeldi e Universidade

Federal do Pará como requisito parcial para

obtenção do grau de mestre em Zoologia.

Orientadora: Dra. Maria Cristina Esposito

BELÉM – PARÁ

2009

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iii

FERNANDO DA SILVA CARVALHO FILHO

REVISÃO TAXONOMICA DAS ESPÉCIES BRASILEIRAS DO GÊNERO

ARGORAVINIA (DIPTERA: SARCOPHAGIDAE)

Dissertação aprovada como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre

no curso de Pós-graduação em Zoologia do Museu Paraense Emílio Goeldi e

Universidade Federal do Pará, pela Comissão formada pelos professores:

Orientadora:

Profa. Dra. Maria Cristina Esposito

Instituto de Ciências Biológicas - Universidade Federal do Pará

Banca Examinadora:

Profa. Dra. Cátia Antunes de Mello-Patiu

Departamento de Entomologia - Universidade Federal do Rio de Janeiro

Prof. Dr. Augusto Loureiro Henriques

Instituto Nacional de Pesquisas Amazônicas

Prof. Dr. Carlos Henriques Einicker Lamas

Museu de Zoologia – Universidade de São Paulo

Museu Paraense Emílio Goeldi / Universidade Federal do Pará

Belém-Pará, 25 de Junho de 2009.

Jamais considere seus estudos como uma obrigação, mas como uma oportunidade

invejável para aprender a conhecer a influência libertadora da beleza do reino do

espírito, para seu próprio prazer pessoal e para proveito da comunidade à qual seu

futuro trabalho pertence

Albert Einstein

Aos meus mestres: meus pais e

professores, a quem devo minha

formação.

AGRADECIMENTOS

Em todo tipo de labor iniciado sempre houve e sempre haverá aqueles que, de

alguma forma, o ajudarão na conclusão de tal trabalho; logo agradecer é a forma mais

simples e singela de demonstrarmos quanto somos gratos a estes. Desta forma,

aproveito poucas linhas de meu trabalho para expressar minha gratidão aos que citados

nas poucas linhas ajudaram a tornar meu trabalho grande.

Aos meus pais, especialmente minha mãe querida, meu exemplo de coragem e

persistência.

À minha irmã pelo carinho e amizade.

À Profa. Dra. Maria Cristina Esposito, que tem sido minha orientadora desde

minha iniciação científica, pelo apoio, confiança e acima de tudo pelo respeito.

Aos curadores das coleções entomológicas citados na sessão “Material e

Métodos” que permitiram empréstimo de material entomológico, especialmente ao Dr.

Augusto Henriques, que separou e me enviou todo material parecido com uma

Argoravinia.

Meu muito obrigado a Dra. Cátia Antunes Melo-Patiu, sem a qual, o

desenvolvimento deste estudo, bem como o estudo dos Sarcophagidae, não seria

possível. Meus profundos agradecimentos.

À Dra. Roberta de Melo Valente pelas instruções, auxílio com equipamentos,

ensinamentos e, sobretudo amizade.

À amiga Therezinha Pimentel pela confiança, incentivo ao estudo dos Dípteros,

além do conhecimento transmitido.

Ao Dr. José Antônio M. Fernandes pelos ensinamentos sobre entomologia e pela

ajuda com as fotos feitas com o auxílio da lupa. Ao Dr. Orlando T. Silveira pela

disponibilidade, ensinamentos e amizade. Ao Dr. William L. Overal pelas discussões

sobre os mais variados assuntos, traduções, aulas de inglês e amizade, além de permitir

empréstimos de sua biblioteca particular sem prazo para devolução.

Ao Curso de Pós-Graduação em Zoologia do Museu Paraense Emílio Goeldi

(MPEG) e Universidade Federal do Pará (UFPa).

Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq)

pela concessão da bolsa de mestrado.

vii

A todos os professores do Curso de Pós-Graduação em Zoologia do Museu

Paraense Emílio Goeldi.

Aos meus amigos de turma de mestrado, principalmente ao Adriano Maciel

pelos assuntos paralelos sobre história natural e por algumas das figuras utilizadas neste

trabalho; ao Alexandre Herbert Bastos pelo incentivo e amizade de longos anos e à

Marina Costa e José Raimundo, que também são meus companheiros de laboratório do

MPEG, pelas conversas e companheirismo.

Às secretárias da Pós-Graduação Dorotea de Fátima e Anete Marques, pelo

carinho e momentos de descontração, além de estarem sempre dispostas a me ajudar.

Aos meus amigos de laboratório da UFPa, pelos momentos divertidos dentro do

laboratório e pela ajuda com os equipamentos.

Ao Dr. Dr. Hilton Túlio Costa e Rolf Junior F. Silva (MPEG) e ao Dr. Cláudio

N. Lamarão e Elizamar Almeida (UFPa) pela obtenção das imagens de microscopia

eletrônica de varredura. Á Gabriele pela confecção dos mapas. A Catarina Praxedes e

David F. Candianni, pelas dicas na montagem do material para MEV e pela amizade, e a

David também pelos rebites.

A todos que contribuíram para o desenvolvimento de meu trabalho meu muito

obrigado!

viii

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS ................................................................................................ ix

RESUMO ................................................................................................................... xii

ABSTRACT .............................................................................................................. xiii

INTRODUÇÃO ........................................................................................................... 1

OBJETIVOS .............................................................................................................. 12

MATERIAL E MÉTODOS ...................................................................................... 13

RESULTADOS & DISCUSSÃO ............................................................................. 16

Argoravinia Townsend ............................................................................................... 16

Argoravinia alvarengai Lopes, 1976 .......................................................................... 19

Argoravinia aurea (Townsend, 1918) ......................................................................... 23

Argoravinia brasiliana (Lopes, 1988) ........................................................................ 29

Argoravinia catiae sp. nov. ........................................................................................ 34

Argoravinia paraensis sp. nov. ................................................................................... 37

Argoravinia rufiventris (Wiedemann, 1830) ............................................................... 42

CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................... 48

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................................... 50

LISTA DE FIGURAS

FIGURAS 1-6. Terminália dos machos de Argoravinia: (1) A. alvarengai; (2) A. catiae

sp. n.; (3) A. rufiventris; (4) A. paraensis sp. n.; (5) A. aurea; (6) A. brasiliana (al=

apófise lateral; ep = epândrio; ce= cercos; pr= protândrio; su= surstilo). Escala: 0, 2

mm.................................................................................................................................. 57

FIGURAS 7-12. Estruturas associadas ao edeago: (7) A. alvarengai; (8) A. catiae sp.

n.; (9) A. rufiventris; (10) A. paraensis sp. n. Estruturas associadas ao edeago e edeago:

(11) A. aurea; (12) A. brasiliana (ae= apódema do edeago; bf= basifalo; df= distifalo;

go= gonópodo; hi= hipândrio; po= parâmero). Escalas: 0,1 mm.................................. 58

FIGURAS 13-18. Quinto esternito dos machos de Argoravinia, vista lateral; exceto 18,

vista lateral: (13) A. alvarengai; (14) A. catiae sp. n.; (15) A. rufiventris; (16) A.

paraensis sp. n.; (17 e 18) A. aurea. Escalas: 0,5 mm................................................... 59

FIGURAS 19-22. Argoravinia alvarengai, macho: (19) Distifalo, vista ventral; (20)

Distifalo, vista dorso-lateral; (21) Ventrália; (22) Apófise lateral e cercos, vista lateral

(BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; PM = processo mediano; PL = placa

lateral; V = ventrália)...................................................................................................... 60

FIGURAS 23-26. Argoravinia alvarengai, macho: (23) Cercos e apófise lateral, vista

dorsal; (24) Cercos, vista dorsal; (25) Ápice do cerco, vista dorsal; (26) Ápice dos

cerco, vista latero-dorsal................................................................................................. 61

FIGURAS 27-29: Argoravinia alvarengai, macho: (27) Parâmero e gonópodo , vista

lateral; (28) Ápice do gonópodo, vista lateral; (29) Ápice do parâmero, vista lateral........

........................................................................................................................................ 62

FIGURAS 30-33. Argoravinia catiae sp. nov., macho: (30) Distifalo, vista lateral; (31)

Distifalo, vista antero-ventral; (32) Dsitifalo, vista dorso-apical; (33) Ápice do cerco,

vista dorsal (BE = base o estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL =

placa lateral; V = ventrália)............................................................................................ 63

FIGURAS 34-37. Argoravinia catiae sp. nov., macho: (34) Epândrio e cercos, vista

lateral; (35) Apófise lateral; (36) Quinto esternito, vista ventral; (37) Margem anterior

do quinto esternito, vista ventral..................................................................................... 64

FIGURAS 38-43. Argoravinia rufiventris, macho: (38) Basifalo, vista lateral; (39)

Basifalo, vista ventral; (40) Basifalo, vista antero-dorsal; (41) Ápice do basifalo,vista

dorsal; (42) Quinto esternito, vista ventral; (43) Margem anterior do quinto esternito,

vista ventral (BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL =

placa lateral; V = ventrália)............................................................................................ 65

FIGURAS 44-47. Argoravinia rufiventris, macho: (44) Cerco, vista dorsal; (45) Cerco,

vista lateral; (46) Cerco, ápice, vista dorsal; (47) Apófise lateral, vista lateral (AL =

Apófise lateral)............................................................................................................... 66

FIGURAS 48-50. Argoravinia rufiventris, macho: (48) Apódema do ducto ejaculatório;

(49) Gonópodo, vista lateral; (50) Parâmero e gonópodo, vista lateral.......................... 67

FIGURAS 51-54. Argoravinia paraensis sp. nov., macho: (51) Distifalo, vista ventral;

(52) Distifalo, vista dorsal; (53) Distifalo, vista lateral; (54) Quinto esternito, vista

ventral (BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL =

placa lateral; V = ventrália)............................................................................................ 68

FIGURAS 55-60. Argoravinia paraensis sp. nov., macho: (55) Segmentos genitais,

vista lateral; (56) Apófise lateral, vista lateral; (57) Cercos, vista lateral; (58) Cercos,

vista dorsal; (59) Ápice do cerco, vista dorsal; (60) Ápice dos cercos, vista

dorsal.............................................................................................................................. 69

FIGURAS 61-63. Argoravinia paraensis sp. nov., macho: (61) Gonópodo e parâmero,

vista lateral interna; (62) Gonópodo, vista lateral interna; (63) Ápice do gonópodo, vista

lateral interna.................................................................................................................. 70

FIGURAS 64-67: Argoravinia aurea, macho: (64) Basifalo, vista lateral; (65) Basifalo

sem projeção lateral, vista lateral; (66) Ápice do basifalo, vista lateral; (67) Ápice do

basifalo, vista lateral (BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo

mediano; PL = placa lateral; PB = projeção lateral do basifalo; EM = estilo mediano;

V= ventrália)................................................................................................................... 71

FIGURAS 68-73: Argoravinia aurea, macho: (68) Segmentos genitais, vista lateral;

(69) Cerco, vista lateral; (70) Ápice do cerco, vista lateral; (71) Parâmero e gonópodo,

vista lateral; (72) Gonópodo, vista lateral; (73) Ápice do gonópodo, vista lateral..........

........................................................................................................................................ 72

FIGURAS 74-77: Argoravinia aurea, macho: (74) Quinto esternito do macho, vista

ventral; (75) Apódema do ducto ejaculatório, vista dorsal; (76) Margem anterior do

quinto esternito do macho, vista ventral; (77) Parâmero, vista lateral........................... 73

FIGURAS 78-85. Argoravinia alvarengai, fêmea: (78) Terminália e esternitos

abdominais, vista ventral; (79) Terminália, vista ventral;(80) Esternitos 2 e 3, vista

ventral. Argoravinia rufiventris, fêmea: (81) Terminália e esternitos abdominais, vista

ventral; (82) Terminália, vista ventral; (83) Esternitos 2 e 3, vista ventral; (84)

Espermateca. Argoravinia aurea, fêmea: (85) Espermateca (ce = cercos; E = esternito;

ep = epiprocto; hi = hipoprocto; T = tergito). Escalas: figuras 84 e 85 = 0,1 mm e o

restante = 0,3 mm........................................................................................................... 74

FIGURAS 86-91. Argoravinia paraensis sp. nov., fêmea: (86) Terminália e esternitos

abdominais, vista ventral; (87) Terminália, vista ventral. Argoravinia aurea, fêmea (88)

Terminália e esternitos abdominais, vista ventral; (89) Terminália, vista ventral;

Argoravinia brasiliana, fêmea: (90) Terminália e esternitos abdominais, vista ventral;

(91) Terminália, vista ventral. Escalas: 0,3 mm............................................................. 75

FIGURAS 92-97. Argoravinia brasiliana, macho: (92) Distifalo, vista ventral; (93)

Distifalo, vista latera; (94) Distifalo, vista ventral. Argoravinia aurea, macho: (95)

Distifalo, vista ventral; (96) Distifalo, vista latera; (97) Distifalo, vista ventral (GL =

glans). Escalas = 0,1 mm ............................................................................................... 76

FGURAS 98-103. Argoravinia aurea: (98) Macho, vista dorsal; (99) Macho, vista

lateral; (100) Cabeça da fêmea, vista lateral. Argoravinia rufiventris: (101) Macho, vista

dorsal; (102) Macho, vista lateral; (100) Cabeça do macho, vista lateral ..................... 77

FIGURAS 104-107. Argoravinia paraensis sp. nov..: (104) Macho, vista lateral; (105)

Macho, vista dorsal (menor) ao lado de A. rufiventris (maior). Stictia sp. (Sphecidae,

sensu lato) no ninho que foi invadido por A. aurea: (106) Fêmea saindo do ninho; (107)

Fêmea fechando entrada do ninho com areia ................................................................ 78

FIGURA 108. Mapa de distribuição geográfica de quatro espécies de Argoravinia

........................................................................................................................................ 79

FIGURA 109. Mapa de distribuição geográfica de duas espécies de Argoravinia

........................................................................................................................................ 80

xii

RESUMO

A família Sarcophagidae apresenta distribuição cosmopolita e compreende cerca de

2.600 espécies descritas, com aproximadamente 800 espécies registradas para a região

Neotropical. Argoravinia Townsend, 1917 é um gênero de Sarcophagidae (Diptera,

Oestroidea) pertencente à subfamília Sarcophaginae com espécies Neotropicais e

Neárticas, com exceção de duas que foram introduzidas nas Ilhas Marshal (região

Australasiana/Oceânica). O gênero compreende espécies de tamanho pequeno a médio

(4 - 9,5 mm), com R

cerdosa na metade basal e tronco da veia R

2+3

, na face ventral,

com uma ou mais cerdas, apódema do ducto ejaculatório muito desenvolvido, falo com

processo mediano longo e sinuoso e base do estilo lateral livre. O gênero Argoravinia

era composto por somente duas espécies até que o gênero Raviniopsis Townsend, 1918,

com quatro espécies, foi considerado sinônimo de Argoravinia no catálogo da família

Sarcophagidae. Sendo assim, o gênero compreende atualmente seis espécies

formalmente descritas: A. alvarengai Lopes, 1976; A. aurea (Townsend, 1918); A.

brasiliana Lopes, 1976; A. candida (Curran, 1928); A. rufiventris (Wiedemann, 1830) e

A. timbarensis (Lopes, 1988); no entanto, somente quatro destas são registradas para o

Brasil. No presente estudo, as espécies brasileiras do gênero Argoravinia são revisadas

e redescritas: A. alvarengai, A. aurea, A. brasiliana e A. rufiventris. Duas espécies

novas são descritas para o estado do Pará: A. catiae sp. nov. e A. paraensis sp. nov. A.

alvarengai é registrada pela primeira vez para o estado do Pará e A. rufiventris é um

novo registro para os estados da Bahia e Maranhão. São apresentadas chaves de

identificações para os espécimes machos e fêmeas, ilustrações da morfologia da

terminália de machos e fêmeas, fotos de microscopia eletrônica de varredura , além de

mapas de distribuição geográfica.

xiii

ABSTRACT

Sarcophagidae is a family with about 2,600 described species worldwide, with about

800 species in Neotropical region. Argoravinia Townsend, 1917 is a genus of

Sarcophagidae (Diptera, Oestroidea) belonging to Sarcophaginae subfamily with

Neotropical and Nearctic species, with exception of two species that were introduced in

Marshal Island (Australasian/Oceanic region). The genus comprises small to large flies

(4 - 9,5 mm), with R

setulose in basal half and, one or more setae on underside of stem

of vein r2+3, ejaculatory apodema large, phallus with very long median stylus, lateral

stylus base free. The genus Argoravinia comprised two species until that the genus

Raviniopsis Townsend, 1918, with four species, was considered synonym of

Argoravinia in the Sarcophagidae catalogue, thus the genus comprises nowadays six

species currently described: A. alvarengai Lopes, 1976; A. aurea (Townsend, 1918); A.

brasiliana Lopes, 1976; A. candida (Curran, 1928); A. rufiventris (Wiedemann, 1830)

and A. timbarensis (Lopes, 1988); however, only fours species were recorded from

Brazil. In the present study, the Brazilian Argoravinia species are revised and

redescribed: A. alvarengai, A. aurea, A. brasiliana e A. rufiventris. Two new are

described from state of Pará: A. catiae sp. nov. and A. paraensis sp. nov. A. alvarengai

is recorded for the first time from state of Pará and A. rufiventris is a new record from

states of Bahia e Maranhão. An identification key for males and females specimens,

illustrations of male and female terminalia, Scanning electron microscopy images, as

well as distributional maps are provided.

INTRODUÇÃO

A ordem Diptera inclui insetos popularmente conhecidos como moscas,

mosquitos, mutucas, maruins e piuns, que são facilmente reconhecidos por apresentar

somente o primeiro par de asas (mesotorácicas) desenvolvido e membranoso, enquanto

que as metatorácicas são modificadas em um órgão de equilíbrio, em forma de clava,

chamado de halteres ou balancins. No entanto, muitas espécies de dípteros, de diferentes

famílias, não apresentam asas (Oldroyd 1964; Grimaldi & Engel 2005; Mello-Patiu

2007)

Os dípteros, dentre todas as ordens de insetos, certamente são os mais

ecologicamente diversos, podendo ser: hematófagos, endo e ectoparasitas de

vertebrados, produtores de galhas e minas em vegetais, predadores, parasitóides,

comedores de pólen, saprófagos e brocadores de madeira (Irwin et al. 2003; Grimaldi &

Engel 2005). Além disso, os dípteros são encontrados em todos os tipos de ambientes

terrestres e de água doce (Brown 2005).

Os dípteros são considerados o grupo mais importante sob o ponto de vista

médico-veterinário, muito embora a maioria das espécies seja inofensiva para homens e

animais. No entanto, muitas das mais importantes doenças do homem como malária,

filariose, oncocercose e leishmaniose, são transmitidas por dípteros (Guimarães et al.

2001). Além destas doenças, os adultos de algumas espécies veiculam mecanicamente

organismos patogênicos e as larvas de algumas espécies podem invadir o corpo dos

vertebrados causando miíases (Guimarães et al. 2001).

Algumas famílias de dípteros são importantes para o processo de decomposição

e muitas espécies, que colonizam rapidamente cadáveres humanos, são de utilidade

potencial para estudos de entomologia forense (Greenberg 1991; Oliveira-Costa 2003;

Carvalho & Mello-Patiu 2008). Outras famílias apresentam espécies que são pragas

agrícolas e outras que são parasitóides responsáveis pelo controle das populações de

Lepidoptera, Homoptera e Coleoptera (Irwin et al. 2003).

Os dípteros formam um dos grupos megadiversos de insetos, ocupando o quarto

lugar em riqueza de espécies, superados apenas por Coleoptera, Hymenoptera e

Lepidoptera (Grimaldi & Engel 2005). A ordem Diptera é composta por mais de

125.000 espécies conhecidas, classificadas em 188 famílias e 10 mil gêneros

(Thompson 2007). No Brasil, estão descritas aproximadamente 20000 espécies em cerca

de 100 famílias (Carvalho et al. 2002). A diversidade real da ordem provavelmente se

equipara a de Coleoptera, pois há uma grande quantidade de espécies não descritas

(Gaston 1991) e o número total de espécies de Diptera é estimado em 1,6 milhões

(Hammond 1992). No entanto, os grupos de Diptera melhores conhecidos são aqueles

que apresentam interesse médico ou agrícola (e.g. Culicidae, Phlebotominae,

Tephritidae) (Bravo 2007).

A região Neotropical recebeu um investimento considerável no estudo da fauna

de Diptera ao longo do século XX, no entanto, é provável que apenas uma parte

pequena da diversidade do grupo seja conhecida nesta região. Não seria exagero

considerar que o número real de espécies de dípteros na região Neotropical seja mais de

dez vezes maior que o número atualmente conhecido (Amorim et al. 2002). No entanto,

entre 1997 e 2003 foram descritas mais espécies para as regiões Paleártica e Oriental

(Brown, 2005) do que para a região Neotropical. Segundo Brown (2005), o principal

motivo para a taxa de descrição de espécies de dípteros para a região Neotropical ser tão

baixa é o pequeno número de taxonomista trabalhando na região.

A família Sarcophagidae apresenta distribuição cosmopolita e compreende cerca

de 2.600 espécies descritas, com aproximadamente 800 espécies registradas para a

região Neotropical e menos de 350 espécies para o Brasil (Pape 1996) e de acordo com

Brown (2005), entre 1997 e 2003, foram descritas, em média, 3,9 espécies de

Sarcophagidae por ano na Região Neotropical. O número de espécies de Sarcophagidae

deve ser bem maior do que o mencionado, já que, há poucos taxonomistas trabalhando

com a identificação dos Sarcophagidae. A escassez de especialistas se reflete na

quantidade de exemplares de Sarcophagidae identificados nas principais coleções

entomológicas do Brasil que, com exceção do MNRJ, apresentam poucos exemplares

identificados em nível genérico ou especifico (Carvalho et al. 2002). A escassez de

especialistas acarreta também lacunas em termos de revisões taxonômicas e chaves de

identificações, dificultando a identificação das espécies e a delimitação de muitos

gêneros ainda mal caracterizados. O estudo pormenorizado da genitália de alguns

gêneros tem revelado algumas espécies novas, até mesmo de gêneros relativamente bem

estudados, como o gênero Peckia (Pape & Anderson 2000; Carvalho-Filho & Esposito,

em preparação), que apresenta moscas comuns e conspícuas, relativamente fáceis de

identificar.

Os Sarcophagidae, junto com os Calliphoridae (moscas varejeiras), Tachinidae,

Oestridae e outros pequenos grupos como Rhinophoridae, Axiidae e Mystacinobiidae

(com uma única espécie vivendo em colônias de uma espécie endêmica de morcego da

Nova Zelândia) constituem a superordem Oestroidea (Rognes 1997).

A superordem Oestroidea é definida pelas seguintes autapomorfias: uma fileira

vertical de cerdas no meron; presença de um agrupamento de cerdas no anatergito; veia

M fortemente curvada distalmente, desembocando na veia costal antes do ápice da asa;

e falos com dentículos cuticulares na superfície ventral da seção distal (Griffiths 1982;

McAlpine 1989; Pape 1992). Segundo Pape (1992), Oestroidea é formado por dois

clados principais, um constituído por Tachinidae+Sarcophagidae e outro por

Rhinophoridae+(Oestridae+Calliphoridae), diferindo do modelo proposto por McAlpine

(1989) em que Sarcophagidae estaria agrupado com Calliphoridae e Oestridae seria o

grupo-irmão de Rhinophoridae+Tachinidae.

Em algumas classificações antigas os Sarcophagidae faziam parte de uma

subfamília de Calliphoridae e em outras, a subfamília de sarcofagídeos

Miltogramminae, era considerada como pertencente à família Tachinidae (Dahlem

1991). Griffiths (1972) situou os Sarcophagidae, bem como as outras famílias de

Oestroidea na família Tachinidae sensu lato, no entanto em classificações recentes a

monofilia da família Sarcophagidae tem sido corroborada (Rognes 1997; Pape &

Arnaud 2001) e as apomorfias apontadas para a família são as seguintes: (1) larva III

geralmente com espiráculos posteriores posicionados dentro de uma cavidade, a qual é

retida no estágio de pupa na maioria das espécie, (2) larva III com as aberturas do

espiráculo posterior paralelas, as quais permanecem mais ou menos verticalmente

posicionadas a partir do botão espiracular, o qual é ventral e geralmente indistinto ou

ausente (provável condição plesiomórfica: aberturas paralelas, horizontalmente

posicionadas em relação ao botão espiracular, que é distinto e mediano), (3) larva III

com incisão posterior profunda no corno dorsal do esclerito faringeal do esqueleto

cefalofaringeano, (4) fêmeas com saco incubatório bilobado, (5) esternitos abdominais

sem sétula alfa (sensilla trichodea) próximo da margem anterior, (6) reprodução

ovovivípara ou vivípara com muitas larvas de primeiro instar depositadas da mesma vez

(Downes 1955; Ishijima 1967; Teskey 1981a, b; Rognes 1986; Dahlem 1991; Pape

1992; Pape et al. 2008).

A família Sarcophagidae apresenta três subfamílias: Miltogramminae

Paramacronychiinae e Sarcophaginae, sendo que estas duas últimas formam um grupo

irmão (Pape et al. 2004). A maioria das espécies da Região Neotropical pertence à

subfamília Sarcophaginae, enquanto que Miltogramminae apresenta maior número de

espécies no Velho Mundo. Na região Neotropical, Paramacronychiinae é representada

somente por Galopagomyia inoa (Walker, 1849), endêmica das Ilhas Galápagos (Pape

1996; Pape et al. 2008).

Os Sarcophagidae são moscas robustas, de tamanho médio a grande (3 a 25

mm), sem diferenciação externa marcante. Os adultos são geralmente cinza (com

exceção de algumas espécies de Lepidodexia que são azul ou verde metálico) com três

faixas escuras longitudinais no dorso, com muitas cerdas e olhos vermelhos (nas

espécies de Microcerellini os olhos são geralmente verdes), e apresentam arista nua ou

pilosa. Os machos são dicópticos ou com fronte um pouco estreitada. O abdome

geralmente é marrom ou preto, ornamentado em padrão xadrez, listrado, riscado ou

pintado com brilho acinzentado ou enegrecido, no entanto, em algumas espécies, o

abdome pode ser parcialmente ou inteiramente vermelho (Lopes 1982a, 1985; Shewell

1987; Oliveira-Costa & Queiroz 2007; Pape et al. 2008). As espécies da subfamília

Miltogramminae não apresentam as três faixas longitudinais do tórax nem o padrão

ornamentado do abdome e se parecem superficialmente com alguns Tachinidae, tanto

na aparência quanto no hábito parasita (Pape et al. 2008).

As fêmeas de Sarcophagidae são vivíparas ou ovovivíparas, ou seja, os ovos se

desenvolvem e eclodem no oviduto e a fêmea deposita as larvas de primeiro estádio

(Shewell 1987; Pape et al. 2008). As larvas são claras ou fracamente amareladas,

usualmente alongadas e cilíndricas, afiladas anteriormente, algumas vezes fusiformes,

com constrição intersegmental e região do espiráculo posterior disposta em uma

cavidade, especialmente evidente no último estádio. O esqueleto cefalofaringeano é

largo; fortemente esclerotinizado no primeiro instar (Shewell 1987). Os Sarcophagidae,

considerando o estágio larval, são os que apresentam os hábitos alimentares mais

diversos dentre todas as famílias de moscas caliptradas (Dahlem 1991).

As espécies de Miltogramminae tem larvas que são, geralmente, cleptoparasitas

de ninhos de abelhas e de vespas solitárias, no entanto, as larvas de algumas espécies do

gênero Eumacronychia Townsend, 1892 se alimentam de ovos de tartarugas e lagartos.

Paramacronychiinae e Sarcophaginae tem larvas de biologia variada: saprófagas,

coprófogas, algumas são causadoras de miíases em anfíbios e mamíferos, outras são

inquilinos de formigueiros e cupinzeiros; predadoras de ovos de aracnídeos, de larvas de

lepidópteros e pupas de abelhas; muitas outras são parasitóides especializadas de muitos

outros artrópodes (Shewell 1987; Dahlem 1991; Pape et al. 2004; Pape et al. 2008). As

larvas de Sarcophaginae atuam ativamente no processo de degradação de carcaças,

sendo, portanto de utilidade forense (Carvalho & Linhares 2001; Oliveira-Costa et al.

2001).

Os insetos adultos podem ser atraídos por substâncias em processo de

fermentação, decomposição, sangue e feridas (Marchenko 1985), no entanto, as fêmeas

das espécies parasitas são geralmente encontradas próximas de seus hospedeiros

(Shewell 1987). Os sarcofagídeos machos de algumas espécies são visitantes florais de

algumas espécies vegetais, como as flores de Borreria verticilata (Rubiaceae) (Lopes

1939) e Combretum spp. (Quirino & Machado 2001), e algumas espécies podem atuar

no processo de polinização (Pape & Bänziger 2000). No entanto, observações de

Sarcophagidae visitando flores ainda são fragmentárias. A importância dos

sarcofagídeos como polinizadores tem sido negligenciada apesar de que já se sabe que

algumas espécies de Rafflesiaceae e Orquidaceae dependem exclusivamente das moscas

da família Sarcophagidae no processo de polinização (Bänziger & Pape 2004).

O gênero Argoravinia Townsend (1917) foi descrito para incluir a espécie

Sarcophaga argentea Towsend 1912, cuja localidade-tipo é Piura, Peru, posteriormente

esta espécie foi considerada um sinônimo de Sarcophaga rufiventris Wiedemann 1830,

cuja localidade-tipo é “Brasil”. O gênero Argoravinia foi considerado monotípico até

que Lopes (1976) descreveu a espécie A. alvarengai, para o estado de Roraima. As duas

espécies descritas de Argoravinia podiam ser caracterizadas por apresentar cerdas na

metade basal da R1; ctenídio no fêmur médio dos machos; epândrio com apófise lateral

desenvolvida e projetada sobre a metade basal do surstilo e margem lateral dos cercos;

ápice dos cercos com um agrupamento de espinhos na superfície dorsal; apódema do

ducto ejaculatório grande, distifalo articulado com basifalo, edeago com placas laterais

contorcidas e bastante desenvolvidas, placa apical vestigial e estilo mediano longo e

sinuoso (Lopes 1976).

O gênero Raviniopsis foi erigido por Townsend (1918), baseado na espécie R.

aurea, que foi descrita a partir de fêmeas coletadas no Peru e Panamá; posteriormente

Lopes (1969) considerou as espécies Sarcophagina candida, descrita por Curran (1928),

e Pachygraphomyia spinosa, descrita por Hall (1933), como pertencentes ao gênero

Raviniopsis. Lopes (1988) não encontrou diferenças externas significativas entre R.

aurea e R. spinosa, no entanto, este autor não sinonimizou essas espécies. Neste mesmo

trabalho mais duas espécies foram descritas: R. brasiliana, a partir de exemplares de

ambos os sexos coletados no sul do Brasil, e R. timbarensis, de um único macho

coletado no Equador. O gênero Raviniopsis era caracterizado por espécies que

apresentavam cerdas na veia R1; epândrio sem apófise lateral; cercos levemente curvos

para cima (com exceção de R. timbarensis) e sem agrupamento de espinhos na

superfície dorsal; apódema do ducto ejaculatório grande; distifalo articulado com

basifalo, placa apical pouco desenvolvida e estilo mediano longo e sinuoso (Lopes

1988).

No catálogo das espécies mundiais de Sarcophagidae, Pape (1996) trata o gênero

Raviniopsis como sinônimo de Argoravinia e considera a espécie R. spinosa como

sinônimo de R. aurea. Desta forma, o gênero Argoravinia compreende atualmente seis

espécies formalmente descritas: A. alvarengai Lopes, 1976; A. aurea (Townsend,

1918); A. brasiliana (Lopes, 1988); A. candida (Curran, 1928); A. rufiventris

(Wiedemann, 1830) e A. timbarensis (Lopes, 1988).

As espécies de Argoravinia são de distribuição essencialmente Neotropical e

Neártica, com exceção de A. aurea e A. rufiventris que foram introduzidas nas Ilhas

Marshall (Região Australasiana/Oceânica) (Pape 1996; Evenhius 2008). No Brasil, até o

momento, já foram registradas quatro espécies (A. alvarengai, A. aurea, A. brasiliana e

A. rufiventris) todas, exceto A. brasiliana, com distribuição para a Amazônia Brasileira

(Pape 1996). A espécie A. candida tem sido registrada somente para a América Central

(Cuba, Jamaica e Porto Rico) e A. timbarensis tem sua distribuição limitada a regiões de

elevadas altitudes (1400 m) do Equador (Lopes 1988; Pape 1996).

Os adultos de Argoravinia são de porte pequeno a médio (4 a 9,5 mm) e podem

ser caracterizados pela seguinte combinação de caracteres: presença de cerdas na

metade basal de R1, abdome avermelhado ou acinzentado, cercos curvos ou levemente

curvos para cima, basifalo articulado com distifalo, edeago avermelhado, estilo mediano

longo e sinuoso, apódema do ducto ejaculatório desenvolvido (Lopes 1988; Lopes

1976; Pape 1996; Pape et al. 2008).

A biologia das espécies do gênero é pouco conhecida, no entanto, as espécies

antes tratadas como Raviniopsis são frequentemente encontradas próximo a ninhos de

vespas solitárias que nidificam no solo (Sphecidae lato sensu) (Lopes 1969, 1973,

1988). Essas larvas possivelmente são cleptoparasitas e se alimentam das presas trazidas

ao ninho pelas vespas adultas para alimentar a prole (Evans et al. 1974), comportamento

comum entre espécies de Sarcophagidae da subfamília Miltogramminae (Shewell 1987,

Dahlem 1991, Pape et al. 2004, Pape et al., 2008). Machos de A. aurea foram coletados

visitando flores de Borreria (Rubiaceae) no município de Abaetetuba, PA (obs. pess.).

Não há nenhum registro sobre a biologia de A. rufiventris e A. alvarengai, que

eram as únicas espécies pertencentes ao gênero Argoravinia. Machos e fêmeas de A.

alvarengai foram coletados sobre carcaça de porco no município de Macapá, AP (dados

não publicados). De acordo com Lopes (1976), a espécie A. rufiventris pode ser

comumente encontrada em cidades, não tendo sido coletada pelo autor nas florestas

próximas ao Rio de Janeiro. Em uma chave (não publicada) elaborada por H.S. Lopes

para as espécies de Sarcophagidae atraídas por carne, peixe e banana fermentada do Rio

de Janeiro, está inclusa a espécie A. rufiventris.

Quanto à classificação, o gênero Argoravinia foi colocado por Roback (1954) na

tribo Sarcophagini, subtribo Sarcophagina e no grupo denominado Jonhsonia, o qual

incluía Chloronesia, Argoravinia, Jonhsonia e Helicobia. No entanto, este mesmo autor

enfatizou que o gênero Argoravinia não apresentava nenhuma relação aparente com os

outros gêneros de Sarcophagini. Posteriormente, o gênero foi arrolado na tribo

Sarcophagini no catálogo de Lopes (1969), que apresentava composição genérica

diferente de Roback (1954), e era constituído por espécies com o basifalo articulado

com o distifalo. No entanto, no catálogo Lopes enfatiza que muitos agrupamentos de

gêneros dentro da tribo Sarcophagini poderiam ser separados posteriormente em outras

tribos distintas, como foi feito em trabalhos subsequentes (Lopes 1974a; Lopes &

Tibana 1991; Verves 1989). Dentre os agrupamentos citados por Lopes (1969), estava o

formado por Argoravinia, Raviniopsis (= Argoravinia), Tripanurga e Gigantotheca

(atualmente subgênero de Blaesoxipha, Pape (1996)).

Lopes (1974a) erigiu a subtribo Argoraviniina, dentro da tribo Sarcophagini,

para os gêneros que apresentavam machos com o primeiro segmento genital muito largo

(muito mais largo do que o segundo) e R1 com cerdas, incluindo nesta subtribo os

seguintes gêneros: Argoravinia, Raviniopsis e Metoposarcophagina. Lopes (1982b)

elevou a status de tribo a subtribo Sarcodexiina (antes na tribo Sarcophagini), e a nova

tribo –Sarcodexiini- foi composta pelas seguintes subtribos: Sarcodexiina,

Paraphissopodina, Adiscochaetina, Helicobiina, Argoraviniina e Lipoptilocnemina.

Sendo assim, o gênero Argoravinia ficou na subtribo Argoraviniina, tribo Sarcodexiini e

não mais na tribo Sarcophagini (Verves 1989).

Shewell (1987) colocou o gênero Argoravinia dentro da tribo Raviniini; esta

tribo também está presente na classificação proposta por Lopes (1969, 1974a) e é

caracterizada por este autor, por espécies que apresentam o basifalo fusionado (sem

articulação) com distifalo e pela presença de um par de placas representando o tergito

VIII das fêmeas como Ravinia e Oxysarcodexia. No entanto, na classificação de

Shewell (1987), além de Ravinia e Oxysarcodexia, estão incluídos também espécies

com basifalo e distifalo articulados, como Dexosarcophaga e Argoravinia, que na

classificação proposta pelo Prof. Hugo de Souza Lopes fazem parte de tribos distintas

(Verves 1989).

Apesar de muitas discussões a respeito da classificação da família

Sarcophagidae, não foi realizado, até então, estudos que tratem da filogenia do grupo.

Lopes (1969) enfatizou que para o estabelecimento de um sistema filogenético

convincente para a família Sarcophagidae, seriam necessários estudos das larvas, e das

terminálias das fêmeas e dos machos.

Os Sarcophagidae, diferentemente de outros Oestroidea, apresentam poucas

diferenças externas marcantes e a separação das espécies e gêneros se baseia,

principalmente, na morfologia da terminália dos exemplares machos (Mello-Patiu &

Sousa-Neto 2007), no entanto, as genitálias de muitas espécies ainda não foram bem

caracterizadas e a grande diversidade na morfologia das estruturas genitais tem

dificultado a delimitação de muitos gêneros (Lopes 1956, 1982b; Pape 1996). Desta

forma, estudos pormenorizados das terminálias dos machos, que incluam caracteres

relevantes na definição dos grupos (e.g. Lopes 1991a, b; Pape 1994; Mello 1996a, b;

Mello-Patiu & Pape 2000; Guimarães 2004; Mello-Patiu & Souza-Neto 2007) são

importantes para o estabelecimento de classificações coerentes futuras dos grupos

dentro da família Sarcophagidae. Assim, a descrição detalhada das espécies de

Argoravinia (sensu Pape 1996), com ênfase na terminália, permitirá estudos futuros de

comparações com outros gêneros, bem como entre as espécies dentro do próprio gênero.

No presente estudo, as espécies pertencentes ao gênero Argoravinia que ocorrem

no Brasil foram redescritas e duas novas espécies descritas. São apresentadas ilustrações

da morfologia da terminália de machos e fêmeas, imagens de microscopia eletrônica de

varredura, chave de identificação e mapas de distribuição geográfica das espécies.

OBJETIVOS

Objetivo geral

¾ Revisar as espécies do gênero Argoravinia que ocorrem no território brasileiro.

Objetivos específicos

¾ Redescrever as espécies conhecidas de Argoravinia (A. aurea, A. alvarengai, A.

brasiliana e A. rufiventris);

¾ Descrever as espécies novas encontradas;

¾ Elaborar uma chave de identificação para as fêmeas e machos das espécies de

Argoravinia do Brasil;

¾ Produzir fotos de microscopia eletrônica de varredura das genitálias dos machos

de cada espécie analisada de Argoravinia;

¾ Produzir mapas de distribuição das espécies.

MATERIAL E MÉTODOS

Para realização deste trabalho foram examinados espécimes secos provenientes

das seguintes instituições (com seus respectivos acrônimos e curadores):

INPA - Instituto de Pesquisa da Amazônia (INPA), Manaus, Amazonas; Brasil

(Augusto Loureiro Henriques);

MNRJ - Museu Nacional da Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de

Janeiro, Brasil (Cátia Antunes Mello-Patiu);

MPEG - Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém, Pará, Brasil (Orlando T.

Silveira);

MZUSP - Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo, São Paulo, Brasil

(Carlos J. E. Lamas).

A identificação das espécies de Argoravinia foi feita por meio da comparação

das genitálias estudadas com as dos desenhos presentes nos trabalhos de Lopes (1976)

para as espécies A. rufiventris e A. alvarengai; e Lopes (1988) para as espécies A. aurea

e A. brasiliana. Além disso, foram analisados os espécimes-tipo de A. alvarengai e A.

brasiliana.

Para o estudo das terminálias, os exemplares a seco foram primeiramente

depositados em uma câmara úmida. A câmara úmida utilizada segue ao modelo

proposto por Almeida et al. (2003), que consiste em um recipiente de vidro

hermeticamente fechado com uma camada de 2 cm de areia coberta de papel

absorvente umedecido com álcool e sobre estes um pedaço de isopor, onde os

exemplares alfinetados permaneceram. Os exemplares ficaram acondicionados nesta por

um período de 24 horas, que é o período necessário para o amolecimento das

membranas do abdome, permitindo assim a manipulação adequada dos mesmos.

Posteriormente os tergitos abdominais terminais (no caso dos machos) ou o abdome

inteiro (no caso das fêmeas) foram removidos com o auxílio de alfinetes e micro-

estiletes sob estereomicroscópio. Após a dissecação, os exemplares foram postos para

secar em estufa por um período de 72 horas.

Os abdômenes foram clareados com KOH 10% (hidróxido de potássio) a frio

durante cerca de 24-48 horas. Posteriormente estes foram lavados em água destilada e

depois em álcool 40% e 70%. As terminálias foram montadas entre lâmina e lamínula

com glicerina e desenhadas através de estereomicroscópio Zeis SV11 e microscópio

Standart 25, providos de câmara clara. Os desenhos foram feitos em nanquim, sobre

papel vegetal. As terminálias foram acondicionadas em microtubos de plástico, com

glicerina, e afixados no alfinete dos espécimes correspondentes, segundo o protocolo de

Gurny et al. (1964). Os indivíduos foram medidos sob lupa munida de ocular

micrométrica para a obtenção do comprimento total (cabeça+ tórax + abdome) de cada

indivíduo.

A terminologia utilizada para a morfologia geral dos adultos segue a proposta

por McAlpine (1981), e para a descrição da terminália dos machos foram aplicados os

termos utilizados por Roback (1954) e Lopes (1956), com exceção de apófise lateral,

que segue Lopes (1976) e para as fêmeas a terminologia de Lopes (1941). Na descrição

das cerdas do abdome foi empregado o termo “cerdas marginais” no lugar de “cerdas

marginais apicais” e “cerdas marginais laterais”. Para a descrição das cerdas do escutelo

foi utilizado a terminologia de Shewell (1987). A nomenclatura das espécies de

Sarcophagidae seguiu a classificação proposta no catálogo de Pape (1996).

As fotomicrografias foram feitas no Laboratório de Microscopia Eletrônica de

Varredura (LABMEV) do Instituto de Geociências da Universidade Federal do Pará

com um microscópio eletrônico de varredura (MEV) LEO-1430 e no LABMEV do

Museu Paraense Emílio Goeldi (MPEG) com um MEV LEO-1450V. As terminálias

utilizadas neste processo foram removidas dos espécimes, com o auxílio de micro-

estiletes e alfinetes entomológicos, e coladas sobre stubs ou rebites metálicos com fita

adesiva dupla face, para serem metalizadas com ouro. Após a preparação das

fotomicrografias as terminálias metalizadas foram depositadas em microtubos plásticos

vazios e esses presos aos alfinetes dos exemplares correspondentes.

O mapa de distribuição das espécies foi feito baseado nos dados resgatados das

etiquetas de cada indivíduo analisado e dos dados presentes na literatura.

As abreviaturas utilizadas nas listas sinonímicas seguem as utilizadas em

trabalhos de taxonomia de Sarcophagidae como Mello (1996a, b), Guimarães (2004),

Mello-Patiu & Sousa-Neto (2007): (desc.) descrição; (cit.) citado; (redes.) redescrição;

(des.) desenho; (L1) larva de primeiro estádio; (cat.) catálogo; (design. orig.) designação

original.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Neste estudo foram analisados 125 exemplares de Argoravinia, pertencentes a

seis espécies, sendo que duas destas são espécies novas.

Argoravinia Townsend, 1917

Argoravinia Townsend, 1917:190. Espécie-tipo: Sarcophaga argentea Townsend, 1917

(= Sarcophaga rufiventris Wiedemann, 1830) (desig. orig.).

Raviniopsis Townsend, 1918:160. Espécie-tipo: Raviniopsis aurea Townsend, 1918

(desig. orig.).

Sarcophagina Curran, 1928:102. Espécie-tipo: Sarcophagina candida Curran, 1928

(desig. orig.).

Pachygraphomyia Hall, 1933: 259. Espécie-tipo: Pachygraphomyia spinosa Hall, 1933

(= Raviniopsis aurea Townsend, 1918) (desig. orig.).

Diagnose: Espécies de tamanho pequeno a médio (4 - 9,5 mm). Cabeça sub-

quadrada, com fronte reta e inclinada, projetada para frente; pós-gena com pêlos claros.

Tórax com cerdas acrosticais pré-suturais sem diferenciação; quatro a três dorsocentrais

pós-suturais; apicais escutelares não desenvolvidas; parede pós-alar pilosa. Veia R

com

cerdas na metade basal; alongamento do tronco da veia R

2+3

, na face ventral, com um ou

mais cerdas; célula r4+5 aberta. Apódema do ducto ejaculatório muito desenvolvido.

Edeago desenvolvido, fortemente esclerotinizado e avermelhado; distifalo articulado

com o basifalo; placa apical pequena e fusionada ao distifalo; distifalo com estilo

mediano longo e sinuoso; base do estilo lateral livre dos distifalo.

Chave para machos e fêmeas (exceto A. catiae sp. nov.) das espécies com registro

no Brasil do gênero Argoravinia

1. Cinco a seis cerdas frontorbitais; quatro cerdas dorsocentrais pós-suturais, sendo as

duas anteriores mais fracas; ápice dos cercos com curvatura acentuada para cima e com

espinhos na superfície dorsal (Figs. 1-4, 22, 23-26); gena geralmente prateada com

pêlos pretos (Fig. 103) ..................................................................................................... 2

1’. Sete a doze cerdas frontorbitais; três cerdas dorsocentrais pós-suturais; ápice dos

cercos levemente inclinados para cima, sem espinhos na superfície dorsal (Figs. 5, 6,

68-70); gena geralmente dourada com pêlos claros (Fig. 100) ...................................... 8

2 (1). Machos ................................................................................................................... 3

2’. Fêmeas ........................................................................................................................ 6

3 (2). Apófise lateral muito alongada, com comprimento maior que a porção curva do

cerco; ápice da apófise lateral com ápice pontudo e curvo para baixo (Figs. 1, 22 e 23) ..

.......................................................................................... Argoravinia alvarengai Lopes

3’. Apófise lateral curta, com comprimento menor ou igual a porção curva do cerco,

com ápice arredondado e sem ponta (Figs. 2-4, 34, 35, 47, 55 e 56,) ........................... 4

4 (3’). Apófise lateral alargada, cobrindo inteiramente o surstilo e se projetando sobre a

superfície dorsal do cerco (Fig. 2, 34 e 35) .......................... Argoravinia catiae sp. nov.

4’. Apófise lateral estreita, cobrindo somente porção basal do surstilo e margem lateral

do cerco (Fig. 3, 4, 47, 55 e 56) ...................................................................................... 5

5 (4’). Apófise lateral de aspecto cônico, com base larga e ápice estreito, nunca

ultrapassando a margem lateral do cerco (Figs. 3 e 47) .....................................................

................................................................................ Argoravinia rufiventris Wiedemann

5’. Apófise lateral glossiforme, com ápice menos estreitado em relação à base,

ultrapassando a margem lateral do cerco (Figs. 4, 55 e 56) ...............................................

......................................................................................... Argoravinia paraensis sp. nov.

6 (2’). Três cerdas dorsocentrais pré-suturais ................................................................. 7

6’. Duas cerdas dorsocentrais pré-suturais ..................... Argoravinia paraensis sp. nov.

7 (6). Segundo esternito da fêmea com cerdas marginais centrais mais fracas do que as

laterais (Fig. 78 e 80) ....................................................... Argoravinia alvarengai Lopes

7’. Segundo esternito da fêmea com cerdas marginais centrais mais fortes do que as

laterais (Fig. 81 e 83) ............................................. Argoravinia rufiventris Wiedemann

8 (1’). Machos .................................................................................................................. 9

8’. Fêmeas ...................................................................................................................... 10

9 (8). Glans estreita, restrita a margem lateral do distifalo (Fig. 96) ...............................

........................................................................................... Argoravinia aurea Townsend

9. Glans larga, ocupando desde a região mediana até a margem lateral do distifalo (Fig.

93) .................................................................................... Argoravinia brasiliana Lopes

10 (8’). Área membranosa entre tergito 7 e 8 com duas cerdas (Figs. 88 e 89)

........................................................................................... Argoravinia aurea Townsend

10’. Área membranosa entre tergito 7 e 8 sem cerdas (Figs. 90 e 91) ...............................

........................................................................................... Argoravinia brasiliana Lopes

Argoravinia alvarengai Lopes, 1976

(Figs. 1, 7, 13, 19-29, 78-80, 108)

Argoravinia alvarengai Lopes, 1976: 693-696 (desc. macho/ desc. fêmea/ desc. L1);

Pape, 1996: 175 (cat.).

Macho – Comprimento total = 5-7 mm (n = 6) (Figs. 1, 7, 13, 19-29)

Cabeça – Gena com polinosidade prateada e pequenos pêlos pretos; pós-gena

prateada com pelos claros longos; fronte medindo 0,33mm da largura da cabeça;

parafaciália e parafrontália com polinosidade dourada ou prateada; parafaciália com

pequenos pêlos ao longo da margem inferior da órbita ocular; parafrontália com

pequenos pêlos esparsos ao redor da cerda frontorbital reclinada e ao longo da margem

superior da órbita ocular; cinco a seis cerdas frontais convergentes, sendo que a primeira

está situada abaixo do nível da antena, cerda frontal superior geralmente mais fina que

as outras; frontorbital reclinada com aproximadamente o mesmo tamanho das ocelares;

frontorbital proclinada ausente; cerdas verticais internas com aproximadamente 2,5x o

tamanho das frontais; cerdas verticais externas divergentes e diferenciadas das pós-

oculares; escapo avermelhado; pedicelo avermelhado com pêlos negros e uma cerda

longa próximo da margem posterior; flagelo preto com polinosidade branca 3x maior

que o pedicelo; arista plumosa na metade basal com região mediana clara e o restante

marrom; palpo marrom.

Tórax – Mesonoto marrom-escuro com quatro faixas longitudinais de

polinosidade prateada; pleura marrom-escura com polinosidade dourada dispersa; pós-

pronoto dourado; espiráculo anterior e posterior marrons. Quetotaxia: cerdas acrosticais

pré-suturais sem diferenciação e uma pós-sutural pouco diferenciada; dorsocentrais: 3+

4, intralares: 2+3, supralares 2 (anterior menor) +3 (mediana maior), pós-pronotais: 3,

pós-alares: 2, parede pós-alar com pêlos; apicais escutelares ausente, marginais

escutelares: 2, discal: 1, meron: 5-6, catepisterno: 3 (quase ao mesmo nível),

notopleurais: 4 (2 grandes e 2 pequenas), anepisternais: 5-6, anepimerais: 2,

proepimeral: 1, proepisternais: 1-2. Asas hialinas, veia R

com cerdas na metade basal,

4+5

basalmente com cerdas até ¾ da distância da r-m; célula r4+5

aberta. Pernas pretas

com polinosidade cinzenta nos fêmures; fêmur I com uma série de longas cerdas na

margem dorsal e outra na margem ventral, uma fileira mediana de cerdas na face

anterior; tíbia I com duas cerdas localizadas no terço basal da face anterior e uma cerda

no terço apical da face posterior; fêmur II com uma fileira de cerdas ventrais na metade

basal, uma fileira mediana de cerdas na face anterior e duas cerdas pré-apicais na face

posterior, ctenídio presente; tíbia II com uma cerda localizada no terço apical da face

anterior e duas cerdas medianas na margem postero-dorsal; fêmur III com uma fileira de

cerdas na margem dorsal e ventral, uma fileira mediana na face anterior e uma cerda

postero-dorsal pré-apical; tíbia III com duas cerdas na metade basal da face anterior e

quatro cerdas na margem dorsal.

Abdome – Cinzento com polinosidade cinzento-amarelada, coberto com pêlos

curtos e escuros; tergito 1+2 com 2-3 cerdas discais laterais; tergito 3 com um par de

cerdas marginais laterais; tergito 4 e 5 com três pares de cerdas marginais; esternitos 1 a

4 quadrangulares, esternito 1 coberto com cerdas curtas, esternitos 2 a 4 com pêlos

muito longos; esternito 5 com lobos laterais cerdosos e região mediana da margem

anterior com uma pequena fenda estreita (Fig. 13).

Terminália – Protândrio muito desenvolvido e globuloso lateralmente, cinza

com pequenos pêlos pretos esparsos e três cerdas marginais; epândrio avermelhado com

pêlos pretos esparsos, cercos curtos e curvos para cima (Figs. 1 e 22), com uma pequena

projeção apical, voltada para trás, na margem lateral externa, face dorsal dos cercos com

um agrupamento de fortes espinhos, concentrados na porção apical e dispostos como na

figuras 25 e 26, superfície ventral dos cercos com espinhos dispostos ao longo de toda a

extensão curva (Fig. 22); apófise lateral alongada, cobrindo os cercos e porção basal do

surstilo, com ápice terminado em uma projeção com forma de gancho voltada para

baixo e com cerdas esparsas (Figs. 1 e 22). Surstilo de aspecto clavado, com base

estreita e ápice alargado, curvo para trás e com longas cerdas marginais. Apódema do

ducto ejaculatório desenvolvido, semelhante ao de A. rufiventris (Fig. 48). Parâmero

alongado e um pouco curvo, com ápice estreito e pontudo, e uma longa cerda próximo

ao ápice (Figs. 7, 27 e 29). Gonópodo com base larga, porção mediana e apical estreita,

ápice com pontas pequenas (Figs. 7, 27 e 28). Basifalo articulado com distifalo; distifalo

estreito e alongado, de coloração avermelhada; placa apical pequena e fusionada ao

distifalo; placa lateral desenvolvida, retorcida e com apófises; ventrália com base curta

e larga, com uma pequena contrição na base, ápice em forma de “V” e borda anterior

muito espessada (Figs. 19 e 21); estilo lateral alongado e estriado no ápice, base do

estilo lateral livre e de tamanho aproximado ao estilo lateral (Fig. 19); estilo mediano

sinuoso e liso (Fig. 20).

Fêmea – Comprimento total = 4,0-7,5 mm (n = 3) (Figs. 78, 79 e 80)

Difere do macho no que segue: duas cerdas frontorbitais proclinada; fêmur II

sem ctenídio; tergito 3 com cerdas marginais laterais ausentes; tergito 5 com cinco pares

de cerdas marginais; sintergito 6+7 inteiro, apresentando cerdas fortes em toda sua

extensão da margem posterior (Figs. 78 e 79), espiráculo 6 situado em área

membranosa, espiráculo 7 situado no sintergito 6+7; tergito 8 dividido, representado por

duas placas alongadas e sem cerdas; epiprocto membranoso com uma cerda fina cada;

esternito 1 e 2 quadrangulares cobertos com cerdas pequenas e esternito 2 com quatro

cerdas marginais fortes, sendo duas mais fracas centrais (Figs. 78 e 80); esternitos 3 e 4

elípticos com duas cerdas marginais fortes e cobertos com cerdas pequenas (Fig. 78);

esternito 5 quadrangular com cerdas pequenas e quatro cerdas marginais fortes, sendo as

duas menores centrais (Fig. 78); esternitos 6 e 7 mais largos do que os outros esternitos,

com cerdas marginais fortes e cerdas menores concentradas na metade posterior (Figs.

78 e 79); esternito 8 coberto com cerdas menores superiormente e com cerdas marginais

fortes; hipoprocto pouco esclerotinizado com cerdas longas e finas marginais, coberto

com pequenos pêlos; cercos arredondados e com cerdas curtas e longas (Fig. 79);

espermatecas piriformes e intensamente estriada, semelhante a de A. rufiventris (Fig.

84).

Material-tipo analisado: Parátipos: BRASIL: Roraima: Surumu, IX.1966, M.

Alvarenga e F.M. Oliveira col. (1 macho e 1 fêmea, MNRJ).

Material adicional analisado - BRASIL, Amapá: Macapá, 28.I.2007, sobre

carcaça de porco, R. Nonato col. (1 macho, MPEG); idem, 13. II. 2007 (1 macho,

MPEG); idem, 19. II. 2007 (1 macho, MPEG); idem, 16.II.2007 (1 fêmea, MPEG).

Pará: Vigia, Campo do Palha, 7.XII.1988, Arm. Malayse, W. França col. (1 macho,

MPEG). Roraima, Surumu, IX.1966, M. Alvarenga e F.M. Oliveira col. (1 macho e 1

fêmea, MZUSP).

Distribuição geográfica – Neotropical: Brasil (Amapá, Pará, Roraima),

Colômbia, Trinidad & Tobago (Trinidad), Venezuela.

Discussão – Esta espécie é semelhante às espécies A. rufiventris, A. catiae sp.

nov. e A. paraensis sp. nov., visto que, apresenta os cercos com curvatura acentuada

para cima e com espinhos na superfície dorsal. No entanto, difere das outras

principalmente pelo formato da apófise lateral que é alongada e estreita, com ápice em

forma de gancho e curvo para baixo (Figs. 1 e 22).

Biologia – Nada se sabe sobre a biologia de A. alvarengai, mas, exemplares

machos e fêmeas desta espécie foram coletados sobre carcaça de porco em uma mata

secundária de Macapá, AP. Na chave para as espécies de Diptera de interesse forense da

América do Sul de Carvalho & Mello-Patiu (2008), não está incluída a espécie A.

alvarengai. Tal situação deve estar relacionado ao fato de que boa parte dos estudos

com carcaças de porco foram realizados nas regiões Sul e Sudeste do Brasil e a espécie

A. alvarengai parece estar restrita à região Norte. Lopes (1976) descreveu larvas de

primeiro instar obtidas por meio de dissecação de fêmeas conservadas em álcool. Esta

espécie é um novo registro para o estado do Pará.

Argoravinia aurea (Townsend, 1918)

(Figs. 5, 12, 17, 18, 64-77, 85, 88, 89, 95-97, 109)

Raviniopsis aurea Townsend, 1918:160. Localidade-tipo: Peru, Piura; Lopes, 1969: 46

(cat.); Lopes, 1979: 159 (redesc. holótipo fêmea).

Pachygraphomyia spinosa Hall, 1933:260. Localidade-tipo: Panamá, Canal Zone, Ilha

de Barro Colorado.

Raviniopsis spinosa; Lopes, 1969: 46 (cat.); Lopes, 1988: 309 (redesc. macho).

Argoravinia aurea; Pape, 1996:175 (cat.); Lopes, 2008 (cat.)

Macho – Comprimento total = 7,5-9,0 mm (n = 13) (Figs. 5, 12, 17, 18, 64-77)

Cabeça – Gena dourada com pêlos curtos claros; pós-gena dourada com pelos

longos dourados; fronte medindo 0,32mm da largura da cabeça; parafaciália e

parafrontália com polinosidade dourada; parafrontália com pequenos pêlos escuros

concentrados ao redor da cerda frontorbital reclinada; frontália marrom-avermelhada

com porção superior, próxima ao triângulo ocelar escura; 10 a 12 cerdas frontais

convergentes, sendo que a primeira está situada abaixo do nível da antena; frontorbital

reclinada com o mesmo tamanho das ocelares; frontorbital proclinada ausente; cerdas

verticais internas paralelas com cerca de 2,5x o tamanho das frontais; cerdas verticais

externas divergentes com o mesmo tamanho das frontais; escapo avermelhado, pedicelo

avermelhado com pêlos negros; flagelo preto com polinosidade cinzenta com cerca de

3x maior que o pedicelo; arista inteiramente plumosa de coloração marrom com região

mediana clara; palpo marrom, com a porção apical escura com polinosidade cinzenta.

Tórax - Mesonoto marrom com quatro faixas longitudinais de polinosidade

cinzento-amarelada; pleura marrom-escura com polinosidade dourada dispersa; pós-

pronoto dourado; espiráculo anterior e posterior marrons. Quetotaxia: cerdas acrosticais

pré-suturais sem diferenciação e uma pós-sutural pouco desenvolvida e muito fina,

dorsocentrais: 2 + 3 (primeira pouco desenvolvida), intralares: 1 + 1, supralares: 2+3,

pós-pronotais: 3, pós-alares: 2, parede pós-alar com pêlos; apicais escutelares: 1 (muito

fina e pouco desenvolvida), marginais escutelares: 2, discais: 1-2, meron: 11,

catepisterno: 3-4 (quase ao mesmo nível), notopleurais: 4 (2 grandes intercaladas por

duas muito pequenas); anepisternais: 6-7, anepimerais: 3, proepimeral: 1,

proepisternais: 1-2. Asas hialinas, veia R

com cerdas na metade basal; R

4+5

basalmente

com cerdas até ¾ da distância da r-m; célula r4+5

aberta. Pernas pretas com

polinosidade cinzenta nos fêmures; tíbia I com duas cerdas na margem dorsal e uma

cerda na margem ventral da metade posterior e duas cerdas na margem dorsal da face

posterior; fêmur II com uma série de longas cerdas na metade basal da margem ventral,

duas cerdas mais fortes medianas na face anterior próximo da margem dorsal, duas ou

três cerdas pré-apicais na face posterior, ctenídio ausente; tíbia II com duas cerdas, uma

dorsal e outra ventral, na metade posterior da face anterior, três cerdas na face posterior,

duas voltadas para a margem ventral e uma, pré-apical, voltada para a margem dorsal;

fêmur III com uma fileira de cerdas próximo da margem dorsal, uma cerda sobre a

superfície dorsal e uma fileira de cerdas longas e finas longas na margem ventral; tíbia

III com três cerdas mais fortes na margem dorsal intercaladas por cerdas fortes curtas e

duas cerdas na margem ventral na metade posterior da face anterior, face posterior com

duas cerdas na margem dorsal.

Abdome – Avermelhado com polinosidade cinzento-prateada revestido com

pêlos curtos e pretos superiormente e lateralmente, com pelos longos e claros

ventralmente; tergito 1 com margem anterior escurecida, tergito 4 com margem

posterior escurecida; tergito 5 com manchas escuras na margem anterior; tergito 1+2

com 2-3 cerdas discais laterais; tergito 3 com um par de cerdas marginais laterais;

tergito 4 e 5 com três pares de cerdas marginais; esternitos 1 a 4 retangulares com

cerdas longas e claras; esternito 5 com abas laterais largas e levemente bilobadas,

margem anterior situada entre as abas com uma fenda estreita que forma dois lobos

pilosos (Figs. 17, 18, 74 e 76).

Terminália – Protândrio desenvolvido e avermelhado, com polinosidade dourada

e revestido com pequenos pêlos pretos concentrados na margem anterior; epândrio

avermelhado com pêlos pretos esparsos, cercos com pêlos longos concentrados na

região anterior, ápice dos cercos arredondado e curto, levemente inclinados para cima

com pêlos curtos esparsos na superfície dorsal e pêlos longos na superfície ventral

(Figs. 5, 68-70). Surstilo com base estreita e ápice alargado e com longas cerdas apicais.

Apódema do ducto ejaculatório desenvolvido (Fig. 75). Parâmero com base larga e

ápice estreito e pontudo, com uma longa cerda pré-apical (Figs. 12, 71 e 77). Gonópodo

largo e alongado, com pequenas cerdas na base da margem ventral (Figs. 12, 71-73).

Edeago avermelhado, basifalo articulado com distifalo; distifalo com metade basal

esclerosada estreita e afunilada, com uma região membranosa ventral que se liga a

ventrália; metade apical do distifalo larga com uma projeção lateral longa e levemente

curva para cima; placa apical pequena e fusionada ao distifalo, placa lateral

desenvolvida e membranosa com muitos lóbulos; ventrália representada por dois lobos

com ápice arredondado, com metade basal membranosa e apical esclerosada (Figs. 64-

67, 95-97); estilo mediano longo, sinuoso e liso; estilos laterais curtos e estriados na

metade apical (Figs. 64-66), base do estilo lateral pouco desenvolvida, coberta pela

projeção lateral do distifalo, com porção apical livre; glans esclerosada e desenvolvida,

composta de duas estruturas alongadas e escuras com ápice que se curva sobre a própria

estrutura (Figs. 95 e 97).

Fêmea – Comprimento total = 6,5-7,0 mm (n = 12) (Figs. 85, 88 e 89).

Difere do macho no que segue: duas cerdas frontorbitais proclinadas; tergito 3

sem cerdas marginais laterais; tergito 5 com três pares de cerdas marginais; sintergito

6+7 dividido em duas placas, apresentando cerdas fortes em toda sua extensão da

margem posterior (Figs. 88 e 89), espiráculo 6 em área membranosa e espiráculo 7

sobre tergito 6+7; tergito 8 dividido, representado por duas placas sem cerdas e

alongadas (Figs. 88 e 89); epiprocto membranoso com duas cerdas; esternito 1 e 2

quadrangulares cobertos com cerdas curtas e claras, esternito 2 com seis cerdas

marginais fortes; esternito 3 arredondado; esternitos 4 e 5 retangulares; esternitos 3 a 5

com quatro cerdas marginais sendo duas pequenas entre duas grandes laterais; esternitos

6 e 7 mais largos do que os outros esternitos com cerdas marginais fortes e cerdas

menores restritas na metade posterior; esternito 6 mais estreito que 7 e em forma de

escudo; esternito 7 muito largo e com margem lateral projetadas para os lados; esternito

8 pouco esclerotinizado com duas cerdas finas; hipoprocto pouco esclerotinizado com

cerdas longas e finas marginais, coberto com pequenos pêlos (Figs 88 e 89); cercos

arredondados e com cerdas longas e curtas; espermatecas arredondas e intensamente

estriada, com contrição na região onde a espermateca se liga ao ducto da espertmateca

(Fig. 85).

Material analisado - BRASIL: Amazonas, Manaus, 3.IX.1962. K. Lenko col. (1

macho, MZUSP). Pará, Abaetetuba, 29.XII.2005, F.S. Carvalho-Filho col., flor de

Borreria (1 macho; MPEG); Belém, Bosque Rodrigues Alves, 11.XII.2005, F.S.

Carvalho-Filho col., coleta manual, atacando ninho de Stictia (1 fêmea, MPEG);

Benevides, PA-408 Km06, 23.VI.1981, mata de terra firme, armadilha Malayse (1

fêmea, MPEG); Bragança-Ajuruteua, 1 a 4.IX.1998, armadilha Malayse (1 macho,

MPEG); idem, 30.VIII a 1.IX. 1988, A.N. Pena col. (1 macho, MPEG); idem, 30.VIII a

1.IX. 1988, F.F. Ramos col. (1 macho, MPEG); Gorotire, S1W85, 29.VII.1978, D.A.

Posey col. (1 macho e 1 fêmea, MPEG); Santana do Araguaia, Fazenda Fartura, 1 a 13.

VIII.1992, D. Pimentel col. (1 macho e 1 fêmea, MPEG); São Geraldo do Araguaia,

Serra das Andorinhas, Sta. Cruz, S6°12’58.8’’W48°26’1.6’’, 24 a 28.VII.2000, B.

Mascarenhas, J.O. Dias, J.M.Ribeiro e D. Dalcides col (1 macho, MPEG); Serra Norte,

Salobo, 20 a 23.VIII.1984, Fligth Trap (1 fêmea, MPEG); Tucuruí, Rio Tocantins,

Saúde, 9 a 11.VI.1984, armadilha Malayse (1 macho, MPEG); Viseu, Fazenda Ema,

52°21’29,6’’S01°25’13,5’’W, 24.IX a 7.XII.1999, Malayse na mata, I.S. Gorayeb, T.

Pimentel, R.N. Bittencourt e J.O. Dias col. (3 machos e 4 fêmeas, MPEG). Espírito

Santo, Linhares, VII.1972, P.C. Elias col. (1 macho e 1 fêmea, MNRJ). São Paulo,

Onda Verde, Fazenda São João, I.1946, F. lane col. (1 fêmea, MZUSP).

Distribuição geográfica – Neártica: México (Chihuahua). Neotropical: Belize,

Brasil (Amazonas, Goiás, Pará, Paraná, Rio de Janeiro, Roraima, São Paulo), Colômbia

(Cali), Costa Rica, República Dominicana, Guiana Francesa, Guiana, México

(Veracruz), Panamá, Peru, Suriname, Trinidad & Tobago (Trinidad), Venezuela.

Australasiana/Oceânica: Ilhas Marshall.

Discussão – Esta espécie é semelhante à espécie A. brasiliana diferindo apenas

no formato da glans (ver comentários em A. brasiliana) nos exemplares machos; no

caso das fêmeas, não foram encontradas diferenças, no entanto, foi analisada somente

uma fêmea de A. brasiliana.

Biologia – Fêmeas adultas de A. aurea foram encontradas próximo a ninhos de

vespas solitárias que nidificam no solo (Sphecidae lato sensu) do gênero Bembix (Lopes

1969, Lopes 1973) no Brasil e da espécie Rubrica surinamensis em Trinidad e

Venezuela por Vesey-Fitzfgerald (1940) e Callan (1954) respectivamente.

As larvas de A. aurea parecem ser cleptoparasitas de ninhos de vespas solitárias

e não predadoras das larvas das vespas, visto que, larvas de primeiro instar retiradas do

abdome de A. aurea não se desenvolveram quando colocadas sobre as larvas das vespas

hospedeira Rubrica surinamensis, no entanto, quando criadas sobre mutucas (Diptera:

Tabanidae) mortas (presa utilizada pela vespa para nutrir as larvas) as larvas

empuparam e adultos de A. aurea emergiram (Evans et al. 1974).

Na região amazônica, A. aurea foi encontrada atacando ninhos de Stictia sp.

(Figs. 106 e 107) (Hymenoptera: Sphecidae lato sensu) abastecidos com grandes

mutucas do gênero Tabanus (obs. pess.). Nesta ocasião, a fêmea de A. aurea, que estava

pousada em um galho baixo, cerca de 15 cm da entrada do ninho da vespa, entrou no

mesmo, quando a vespa abriu o ninho, que até então estava fechado com areia, para

guardar uma presa. A mosca abandonou o ninho, após alguns segundos de permanência

no interior deste (tempo necessário para depositar a larva), antes que a vespa saísse.

Lopes (1973) não conseguiu criar as larvas de A. aurea sobre hemípteros mortos

encontrados no interior dos ninhos das vespas do gênero Bembix, uma vez que as larvas

não foram capazes de penetrar o rígido exoesqueleto dos hemípteros. As vespas do

gênero Stictia e Bembix fazem parte da mesma tribo (Bembicini) e dentro desta tribo a

maioria dos gêneros e espécies utilizam dípteros para abastecer o ninho e poucas

espécies utilizam espécies das ordens Hemiptera e Hymenoptera (O’Neil 2001). Desta

forma, como os dípteros apresentam o tegumento menos rígido e mais fácil de penetrar,

as vespas que capturam moscas para nutrição das larvas podem ser os principais

hospedeiros de A. aurea. Machos adultos de A. aurea foram encontrados sobre

inflorescência de Borreia sp. (Rubiaceae) durante o entardecer (17:30h às 16:00h) em

Abaetetuba, Pará (obs. pess.); machos de várias espécies de Helicobia também foram

coletadas sobre Borreria verticilata (Lopes 1939).

Argoravinia brasiliana (Lopes, 1988)

(Figs. 6, 11, 90, 91, 92-94, 108)

Raviniopsis brasiliana Lopes, 1988:311. Localidade-tipo: Brasil, Rio de Janeiro,

Grumary.

Argoravinia brasiliana; Pape 1996: 175 (cat.).

Macho – Comprimento total = 8,3 mm (n=1) (Figs. 6, 11, 92-94).

Cabeça – Gena dourada com pêlos curtos e claros, pós-gena dourada com pelos

longos dourados; fronte medindo 0,30mm da largura da cabeça; parafaciália e

parafrontália com polinosidade dourada; parafrontália com pequenos pêlos escuros

concentrados ao redor da cerda frontorbital reclinada; frontália marrom-avermelhada

com porção superior, próxima ao triângulo ocelar escura; 10 cerdas frontais

convergentes, sendo que a primeira está situada abaixo do nível da antena; frontorbital

reclinada com aproximadamente o mesmo tamanho das ocelares; frontorbital proclinada

ausente; cerdas verticais internas paralelas com aproximadamente 2,5x o tamanho das

frontais; cerdas verticais externas divergentes com tamanho aproximado a das cerdas

ocelares; escapo avermelhado, pedicelo avermelhado com pêlos negros; flagelo preto

com polinosidade cinzenta, com cerca de 3x o tamanho do pedicelo; arista plumosa de

coloração marrom com região mediana clara; palpo marrom, com a porção apical escura

com polinosidade cinzenta.

Tórax - Mesonoto marrom-escuro com quatro faixas longitudinais de

polinosidade cinzento-amarelada; pleura marrom-escura com polinosidade dourada

dispersa; pós-pronoto dourado; espiráculo anterior e posterior marrons. Quetotaxia:

cerdas acrosticais pré-suturais sem diferenciação e uma pós-sutural pouco desenvolvida

e muito fina; dorsocentaris: 2+3 (a primeira pouco desnvolvida), intralares: 1+1,

supralares: 2+3, pós-pronotais: 3, pós-alares: 2, parede pós-alar sem cerdas; apicais

escutelares: 1 (muito fina e pouco desenvolvida), marginais escutelares: 2, meron: 11,

catepisterno: 3-4, notopleurais: 4 (2 grandes intercaladas por 2 muito pequenas);

anepisternais: 6-7, anepimerais: 3, proepimerail: 1. Asas hialinas, veia R

com cerdas na

metade basal; R

4+5

basalmente com cerdas até ¾ da distância da r-m; célula r4+5

aberta.

Tíbia I com duas cerdas na margem dorsal e uma cerda na margem ventral da metade

posterior e duas cerdas na margem dorsal da face posterior; fêmur II com uma série de

longas cerdas na metade basal da margem ventral, duas cerdas mais fortes medianas na

face anterior próximo da margem dorsal, duas cerdas pré-apicais na face posterior, sem

ctenídio; tíbia II com duas cerdas, um dorsal e outra ventral, na metade posterior da face

anterior, três cerdas na face posterior, duas voltadas para a margem ventral e uma, pré-

apical, voltada para a margem dorsal; fêmur III com uma fileira de cerdas próximo da

margem dorsal, uma cerda sobre a superfície dorsal e uma fileira de cerdas longas e

finas longas na margem ventral; tíbia III com três cerdas mais fortes na margem dorsal

intercaladas por cerdas fortes curtas e duas cerdas na margem ventral na metade

posterior da face anterior, face posterior com duas cerdas na margem dorsal.

Abdome – Avermelhado com polinosidade cinzenta-prateada revestido com

pêlos curtos e pretos na superfície dorsal e pelos curtos e claros na região ventral, com

exceção dos esternitos que são revestidos por pelos claros e muito longos; tergito 5

escuro anteriormente; tergito 1+2 com manchas escuras ventrais; tergito 1+2 com 2-3

cerdas discais laterais; tergito 3 com um par de cerdas marginais laterais; tergito 4 com

três pares de cerdas marginais; tergito 5 com oito pares de cerdas marginais; esternito 5

com abas laterais largas e levemente bilobadas, margem anterior situada entre as abas

com uma fenda estreita e profunda que forma dois lobos pilosos, igual ao de A. aurea

(Figs. 17, 18, 74 e 76).

Terminália – Protândrio desenvolvido e avermelhado, com polinosidade

dourada, coberto com pequenos pêlos pretos esparsos e cerdas longas marginais;

epândrio avermelhado com esparsos pêlos pretos, cercos com pêlos longos concentrados

na região anterior, ápice dos cercos arredondado e curto, levemente inclinados para

cima (Fig. 6). Surstilo com base estreita e ápice alargado e com longas cerdas apicais.

Apódema do ducto ejaculatório muito grande

. Parâmero com base larga e ápice estreito

e pontudo, com uma longa cerda pré-apical (Fig. 11). Gonópodo largo e alongado, com

pequenas cerdas na base da margem ventral (Fig. 11). Edeago avermelhado, basifalo

articulado com distifalo, distifalo com metade basal esclerosada estreita e afunilada,

com uma região membranosa ventral que se liga à metade basal ventrália; metade apical

do distifalo larga com uma projeção lateral longa e levemente curva para cima; placa

apical pequena e fusionada ao distifalo, placa lateral desenvolvida e membranosa com

muitos lóbulos; ventrália representada por dois lobos com ápice arredondado, com

metade basal membranosa e apical esclerotinizado (Figs. 11, 93 e 94); estilo mediano

longo, sinuoso e liso; estilos laterais curtos e estriados na metade apical (Figs. 64-66),

base do estilo lateral pouco desenvolvida, coberta pela projeção lateral do distifalo, com

porção apical livre; glans desenvolvida e esclerotinizado, ocupando quase toda a metade

posterior do distifalo (Fig. 93), composto de duas estruturas escuras em formato de “W”

(Figs. 92-94) com projeções laterais longas em forma de “C”, estilo mediano sinuoso e

liso.

Fêmea – Comprimento total = 7,0 mm (n=1) (Figs. 90 e 91).

Difere do macho no que segue: duas cerdas frontorbitais proclinada; tergito 3

com cerdas discais laterais ausentes; tergito 5 com três pares de cerdas marginais;

sintergito 6+7 constituído por duas placas, com cerdas fortes ao longo da margem

posterior (Figs. 90 e 91), espiráculo 6 situado na área membranosa, espiráculo 7

situados na margem placa tergal próximo das cerda marginais; esternitos 1 a 5 elípticos

cobertos com pêlos curtos e claros, esternitos 2 a 5 com quatro cerdas marginais

escuras, duas medianas, situadas entre duas grandes laterais (Fig. 90); esternitos 6 e 7

curtos e largos, muito mais largos do que os esternitos 1 a 5, com cerdas longas e curtas

próximo da margem posterior (Fig. 91); esternito 8 pouco esclerotinizado com longas

cerdas marginais (Fig. 91); hipoprocto pouco esclerotinizado com cerdas longas e curtas

(Fig. 91); cercos arredondados e com longas cerdas finas e longas; espermatecas

semelhantes a da espécie A. aurea (Fig. 85), arredondadas e intensamente estriadas, com

uma contrição na região em que se liga ao ducto.

Material-tipo analisado: Parátipos: BRASIL: São Paulo, Ilha Seca, 18 a

26.II.1940, I.O.Cruz col.(1 macho, MNRJ). Paraná, Iguaçú, XII.1941 (1 fêmea,

MNRJ).

Distribuição geográfica – Neotropical: Brasil (Paraná, Rio de Janeiro, São

Paulo).

Discussão - Esta espécie é semelhante à espécie A. aurea por apresentar os

cercos levemente curvos para cima, desprovido de espinhos na superfície dorsal, apófise

lateral ausente, distifalo com uma longa projeção lateral. Os segmentos genitais de A.

aurea, bem como quinto esternito, parâmero, gonópodo são semelhantes aos da espécie

A. brasiliana. Segundo Lopes (1988) A. brasiliana pode ser distinguida de A. aurea pela

estrutura da placa lateral que apresenta apenas uma ponta (em A. aurea há duas) e pela

redução no tamanho da apófise basal. No entanto, dependendo da quantidade de luz e da

posição em que as genitálias de A. brasiliana e A. aurea foram analisadas essas

diferenças se tornaram imperceptíveis. A principal diferença encontrada entre A.

brasiliana e A. aurea foi o tamanho da glans, que pode ser percebido no distifalo

clareado em potassa (KOH), sendo que o distifalo de A. brasiliana, em vista lateral,

apresenta glans (representado por uma área escura dentro do distifalo) ocupando até a

metade do distifalo (Fig. 93). A glans em A. aurea (área escura dentro do distifalo) é

estreita e está concentrada na margem lateral do distifalo (Fig. 96). Além disso, a forma

glans difere bastante entre A. brasiliana e A. aurea, em A. brasiliana a glans, em vista

frontal é composta por uma estrutura central em forma de “W” com projeções laterais

longas e em forma de “C” (Figs. 92 e 94), já em A. aurea a glans é composta de duas

estruturas longas que se curvam sobre si mesmas (Figs. 95 e 97) e não apresentam

estruturas longas laterais.

Biologia – A. brasiliana é muito próxima da espécie A. aurea, e como esta

última, provavelmente deve estar associada a ninhos de vespas solitárias da família

Sphecidae sensu lato, uma vez que Lopes (1988) coletou exemplares de A. brasiliana

associados a ninhos de “Bembicidae” (Hymenoptera).

Argoravinia catiae sp. nov.

(Figs. 2, 8, 14, 30-37, 108)

Macho – Comprimento total = 6,4-7,0 mm (n=6)

Cabeça – Gena prateada com pêlos escuros; pós-gena prateada com longos pêlos

claros; fronte medindo 0,26mm da largura da cabeça; parafaciália com polinosidade

prateada, com pequenos pêlos ao longo da margem inferior da órbita ocular;

parafrontália com polinosidade prateada com pequenos pêlos esparsos ao redor da cerda

frontorbital reclinada; frontália marrom-escura; seis cerdas frontais, sendo as quatro

primeiro convergentes e as duas últimas reclinadas, com aproximadamente o mesmo

tamanho das ocelares e a primeira esta situada abaixo do nível da antena; cerda

frontorbital proclinada ausente e reclinada presente, com aproximadamente o mesmo

tamanho das frontais; cerdas verticais internas paralelas com cerca de 2x o tamanho das

frontais; cerdas verticais externas divergentes e com aproximadamente o tamanho das

frontais; escapo marrom avermelhado; pedicelo marrom-avermelhado com pequenas

cerdas escuras e uma cerda longa; flagelo marrom-escuro com polinosidade

esbranquiçada, com cerca de 3x o tamanho do pedicelo; arista plumosa na metade basal,

com região mediana e o restante marrom-claro; palpos pretos com cerdas curtas e

escuras.

Tórax - Mesonoto marrom-escuro com quatro faixas longitudinais de

polinosidade prateada; pleura marrom-escura com polinosidade dourada dispersa; pós-

pronoto dourado; espiráculo anterior e posterior marrons. Quetotaxia: cerdas acrosticais

pré-suturais sem diferenciação e uma pós-sutural pouco diferenciada, dorsocentrais:

3+4, intralares: 1+2, supralares: 2 (anterior curta) +3 (central forte), pós-pronotais: 3,

pós-alares: 2, parede pós-alar sem pêlos; apicais escutelares ausentes, marginais

escutelares: 2, discal escutelar: 1, meron: 6, catepisterno: 3, anepisternais: 5,

notopleurais: 4 (2 duas grande e 2 pequenas), anepimerais: 2, proepimeral: 1,

proepisternais: 1. Asas hialinas, veia R

com cerdas na metade basal, R

4+5

basalmente

com cerdas até ¾ da distância da r-m; célula r4+5

aberta. Pernas pretas com

polinosidade cinzenta nos fêmures; fêmur I com uma série de longas cerdas na margem

dorsal e ventral e uma fileira mediana de cerdas na face anterior; tíbia I com duas cerdas

localizadas no terço basal da face anterior e uma cerda no terço apical da face posterior;

fêmur II com uma fileira de cerdas ventrais na metade basal, uma fileira de cerdas

medianas na face anterior e duas cerdas pré-apicais na face posterior, ctenídio presente;

tíbia II com uma cerda localizada no terço apical da face anterior e duas cerdas

medianas na margem postero-dorsal; fêmur III com uma fileira de cerdas na margem

dorsal e ventral, uma fileira mediana na face anterior e uma cerda postero-dorsal pré-

apical; tíbia III com duas cerdas na metade basal da face anterior e quatro cerdas na

margem dorsal.

Abdome – Avermelhado com polinosidade prateada coberto com pequenos pêlos

esparsos pretos dorsalmente e longos pêlos claros ventralmente e nos tergitos; tergito

1+2 com 2-3 cerdas discais laterais; tergito 3 com um par de cerdas marginais laterais;

tergito 4 e 5 com três pares de cerdas marginais; esternitos 1 a 4 retangulares; esternito 1

com cerdas curtas e escuras; esternito 3 e 4 com pêlos longos e escuros; esternito 5 com

margem posterior mediana apresentando uma pequena incisão mediana, coberta com

pêlos curtos e finos, abas laterais alongadas, cobertas com pêlos longos (Figs. 14, 36 e

37).

Terminália – Protândrio muito desenvolvido e globuloso, de coloração

avermelhada, com polinosidade cinzenta e quatro a cinco cerdas marginais; epândrio

avermelhado com cerdas esparsas; cercos alongados e curvos para cima (Figs. 2 e 34),

com uma acentuada projeção apical, voltada para trás, na margem lateral externa,

superfície dorsal dos cercos com fortes e longos espinhos, concentradas próximo ao

ápice e alcançando a margem lateral interna (Fig. 33), margem lateral externa e margem

apical dos cercos com espinhos diminutos (Fig. 33); superfície ventral dos cercos com

poucos espinhos longos esparsamente distribuídos; apófise lateral arredondada e muito

desenvolvida, cobrindo inteiramente o surstilo, margem lateral e superfície dorsal

superior dos cercos (Figs. 2, 34 e 35), com cerdas dispostas como na figura 35. Surstilo

com base estreita e ápice largo, o qual apresenta uma série de cerdas marginais.

Apódema do ducto ejaculatório desenvolvido. Parâmero largo com ápice estreito e com

uma longa cerda pré-apical (Fig. 8). Gonópodo com base larga e porção mediana e

apical estreitas, com pequenos espinhos basais (Fig. 8). Edeago avermelhado

apresentando basifalo articulado com distifalo; distifalo alongado e estreito; placa apical

pequena e fusionada ao distifalo; placa lateral muito desenvolvida e eslerotinizado,

contorcida e com apófises (Figs. 30-32); ventrália larga e membranosa, com ápice em

forma de “V” com borda pouco espessada (Fig. 31); estilos laterais alongados e

estriado, base do estilo lateral contorcida e livre do distifalo (Figs. 30 e 32); estilo

mediano sinuoso e liso (Figs. 30-32).

Fêmea: Desconhecida

Material-tipo analisado: Holótipo macho (MPEG): BRAZIL: Pará, São Geraldo

do Araguaia, Serra das Andorinhas, Sta. Cruz, S6°12’58.8’’W48°26’1.6’’, 1 a

10.XII.2001, Cerrado, Malayse, I.S. Gorayeb, A. Tavares, J.M.F. Ribeiro e L.A.S.

Sousa col. Parátipos: mesmos dados do holótipo; 3 machos na coleção do MPEG e 2

machos a serem depositados no MNRJ.

Distribuição geográfica – Neotropical: Brasil (Pará).

Discussão – Esta espécie se assemelha a A. alvarengai, A. rufiventris e A.

paraensis sp. nov. já que apresenta cercos com curvatura acentuada para cima, com

espinhos na superfície dorsal e por apresentar apófise lateral desenvolvida. Difere de A.

alvarengai por não apresentar apófise lateral alongada e pontuda e de A. rufiventris e A.

paraensis sp. nov. principalmente por apresentar apófise lateral alargada e arredondada,

que cobre inteiramente o surstilo e a superfície lateral superior dos cercos, o que não

ocorre com A. rufiventris e A. paraensis sp. nov. onde a apófise lateral não é tão

desenvolvida e pelo menos a porção apical do surstilo é visível lateralmente.

Etimologia – O nome da espécie é uma homenagem a Profa. Dra. Cátia Antunes

de Mello-Patiu (MNRJ), uma das principais estudiosas dos dípteros da família

Sarcophagidae do Brasil.

Argoravinia paraensis sp. nov.

(Figs. 4, 10, 16, 51-63, 86, 87, 104, 105, 108)

Macho – Comprimento total = 5,5-6,5 (n= 13) (Figs. 4, 10, 16, 51-63, 104 e 105)

Cabeça – Gena prateada com pêlos curtos e escuros; pós-gena prateada com

pêlos longos e prateados; fronte medindo 0,31mm da largura da cabeça; parafaciália

com polinosidade prateada ou dourada, com pequenos pêlos ao longo da margem

inferior da órbita ocular; parafrontália com polinosidade prateada e pequenos pêlos

esparsos ao redor da cerda frontorbital reclinada; frontália marrom-avermelhada; seis

cerdas frontais convergentes, com aproximadamente o mesmo tamanho das ocelares, a

primeira está situada abaixo do nível da antena; cerda frontorbital proclinada ausente e

reclinada presente, com aproximadamente o mesmo tamanho das frontais; cerdas

verticais internas paralelas com cerca de 2,5x o tamanho das frontais; cerdas verticais

externas divergentes e com aproximadamente o tamanho das frontais; escapo

avermelhado, pedicelo avermelhado com pequenas cerdas escuras e uma cerda longa

próxima da margem posterior; flagelo marrom-escuro com polinosidade esbranquiçada

com cerca de 3x o tamanho do pedicelo; arista plumosa na metade basal, marron-claro

com região mediana branco-amerelada; palpos marrons com pêlos pretos.

Tórax - Mesonoto marron-escuro com quatro faixas longitudinais de

polinosidade prateada; pleura marrom-escura com polinosidade dourada dispersa; pós-

pronoto dourado; espiráculo anterior e posterior marrom-claros. Quetotaxia: cerdas

acrosticais pré-suturais sem diferenciação e uma pós-sutural pouco diferenciada,

dorsocentrais: 2+4, intralares: 1+2, supralares: 2 (anterior curta) +3 (central forte), pós-

pronotais: 3, pós-alares: 2, parede pós-alar sem pêlos, apicais escutelares ausentes,

marginais escutelares: 2, discal escutelar: 1, meron: 6, catepisterno: 3, anepisternais: 5,

notopleurais: 4 (2 grande e 2 pequenas), anepimerais: 2, proepimeral: 1, proepisternais:

1. Asas hialinas, veia R

com cerdas na metade basal, R

4+5

basalmente com cerdas até ¾

da distância da r-m; célula r4+5

aberta. Pernas pretas com polinosidade cinzenta nos

fêmures; fêmur I com uma série de longas cerdas na margem dorsal e ventral e uma

fileira mediana de cerdas na face anterior; tíbia I com duas cerdas localizadas no terço

basal da face anterior e uma cerda no terço apical da face posterior; fêmur II com uma

fileira de cerdas ventrais na metade basal, uma fileira de cerdas medianas na face

anterior e duas cerdas pré-apicais na face posterior, ctenídio presente; tíbia II com uma

cerda localizada no terço apical da face anterior e duas cerdas medianas na margem

postero-dorsal; fêmur III com uma fileira de cerdas na margem dorsal e ventral, uma

fileira mediana na face anterior e uma cerda postero-dorsal pré-apical; tíbia III com duas

cerdas na metade basal da face anterior e quatro cerdas na margem dorsal.

Abdome – Avermelhado com polinosidade dourada a prateada, revestido com

pequenos pêlos pretos; tegito 1+2 com 2-3 cerdas discais laterais; tergito 3 e 4 com um

par de cerdas marginais laterais; esternitos 1 a 4 retangulares; esternito 1 com cerdas

escuras e curtas; esternitos 2 a 4 com cerdas longas e finas; esternito 5 com região

mediana bilobado, sendo que um dos lóbulos apresenta uma projeção pontuda e

serrilhada e a outro uma projeção muito curta, abas laterais divergentes e cerdosos.

Terminália - Protândrio desenvolvido e avermelhado, com polinosidade dourada

e quatro cerdas marginais; epândrio avermelhado com pêlos curtos e escuros

esparsamente distribuídos; cercos alongados, curvos para cima e achatados

dorsoventralmente (Figs. 4, 55, 57 e 58), com uma acentuada projeção apical, voltada

para trás, na margem lateral externa, superfície dorsal dos cercos com fortes e longos

espinhos, concentradas próximo ao ápice (Figs. 57, 58 e 60), margem lateral externa e

margem apical dos cercos com espinhos diminutos (Fig. 59); superfície ventral dos

cercos com espinhos; apófise lateral glossiforme, cobrindo a porção basal do surstilo e

parte da margem lateral do cerco (Figs. 55 e 56), com cerdas dispostas como na figura

56. Surstilo com base estreita e ápice largo, o qual apresenta uma série de cerdas

marginais. Parâmero largo com ápice estreito e com uma longa cerda pré-apical (Figs.

10 e 61). Gonópodo com base larga e porção mediana e apical estreitas, com pequenos

espinhos basais, ápice bipartido e pontudo (Figs. 61-63). Edeago avermelhado e

esclerotinizado com basifalo articulado com distifalo; distifalo alongado e estreito; placa

apical pequena e fusionada ao distifalo; placa lateral desenvolvida e esclerotinizado,

com apófises (Figs. 51-53); ventrália alongada, com pequena constrição mediana e

margem anterior com borda bastante espessada e fracamente fendida (Fig. 51); estilos

laterais alongado e estriado, base do estilo lateral desenvolvida e livre do distifalo (Figs.

52 e 53); estilo mediano sinuoso e liso (Figs. 52 e 53).

Fêmea – comprimento total = 4,5-6,0 mm (n=39) (Figs. 86 e 87)

Difere do macho no que segue: duas cerdas frontorbitais proclinadas; fêmur II

sem ctenídio; tergito 3 com cerdas discais laterais ausentes; tergito 5 com quatro a seis

pares de cerdas marginais; sintergito 6+7 inteiro, apresentando cerdas fortes em toda sua

extensão da margem posterior (Fig. 86), espiráculos 6 situado em área membranosa

próximo da margem anterior do sintergito 6+7, espiráculo 7 na margem posterior do

sintergito 6+7, próximo das cerdas apicais; tergito 8 formado por duas placas estreitas e

alongadas e sem cerdas (Figs. 86 e 87); epiprocto membranoso com duas cerdas longas;

esternito 1 quadrangular, coberto com cerdas curtas e claras e sem cerdas marginais

fortes; esternitos 2 a 5 com cerdas curtas e claras e quatro cerdas marginais fortes, duas

no esternito 2 e quatro em 3 a 5, sendo duas menores medianas (Fig. 86); esternitos 2 e

3 arredondados; esternitos 4 e 5 elípticos (Fig. 86); esternitos 6 e 7 mais largos do que

os outros esternitos, com cerdas marginais fortes e cerdas menores restritas a metade

posterior (Fig. 87); esternito 8 esclerotinizado com cerdas marginais fortes e cerdas

menores sobre a superfície dorsal (Fig. 87); hipoprocto pouco esclerotinizado com

cerdas finas marginais e coberto com pequenos pêlos (Fig. 87); cercos arredondados

com cerdas longas e curtas; espermatecas semelhantes da espécie A. rufiventris (Fig. 84)

arredondadas e intensamente estriada.

Material analisado- Holótipo macho (MPEG): BRASIL: Pará: I. G. Imabaúba,

Baixo Rio Xingu, 8.XII.1983, A.L. Nunes col.

Parátipos: BRAZIL: Pará: I. G. Imabaúba, Baixo Rio Xingu [Vitória do Xingu],

8.XII.1983, A.L. Nunes col. (8 machos e 19 fêmeas, MPEG); idem, 18.XII.1983 (4

machos e 8 fêmeas, MPEG); idem, 6.XII.1983 (11 fêmeas, MPEG); idem, I. Cipó

Pitanga, B. Mascarenhas col. (1 fêmea, MPEG). Alguns parátipos machos e fêmeas

serão depositados na coleção de insetos do Instituto de Pesquisa da Amazônia (INPA) e

no Museu Nacional do Rio de Janeiro (MNRJ).

Distribuição geográfica – Neotropical: Brasil (Pará).

Discussão – Esta espécie se assemelha bastante a A. rufiventris devido ao

formato da apófise lateral que não é muito desenvolvida e com margem anterior

arredondada, no entanto, difere desta por apresentar o ápice da apófise lateral mais largo

do que o de que A. rufiventris, que é estreito e de aspecto cônico, além disso, a

disposição das cerdas presentes na apófise lateral é diferente entre estas duas espécies.

Os espinhos na superfície dorsal dos cercos de A. paraensis sp. nov. estão situados bem

próximos da margem apical enquanto que em A. rufiventris os espinhos são pré-apicais

e estes não chegam próximo da margem apical; além disso, a margem apical da

ventrália de A. paraensis sp. nov. apresenta uma fenda pouco acentuada se comparada a

fenda presente na ventrália de A. rufiventris. O formato do gonópodo difere bastante

entre A. rufiventris e A. paraensis, sendo que em A. paraensis o ápice é ligeiramente

curvo e com duas projeções acentuadas, enquanto que em A. rufiventris o ápice

apresenta uma curvatura leve e duas pontas arredondadas. Os espécimes analisados de

A. paraensis sp. nov. são muito menores em relação aos espécimes analisados de A.

rufiventris (Fig. 105), no entanto, o comprimento de exemplares dentro de uma mesma

espécie de Sarcophagidae pode diferir bastante em função da quantidade de alimento

consumido durante a fase larval, como já observado por Lopes (1973), desta forma esta

característica não é de muito valor diagnóstico.

Etimologia – O epíteto específico, paraensis, é alusivo ao estado brasileiro onde

os espécimes da série tipo foram coletados.

Argoravinia rufiventris (Wiedemann, 1830)

(Figs. 3, 9, 15, 38-50, 81-84, 101-103, 109)

Sarcophaga rufiventris Wiedemann, 1830:362. Localidade-tipo: “Brasil”; Aldrich,

1930: 5 (cit.).

Sarcophaga modesta Wiedemann, 1830:363. Localidade-tipo: “Brasil”; Aldrich, 1930:

7 (cit.).

Sarcophaga despensa Walker, 1861:309. Localidade-tipo: “México”

Sarcophaga argenta Townsend, 1911:139. Nomen nudum.

Sarcophaga argentea Townsend, 1912:358. Localidade-tipo: Peru, Piura. Townsend,

1918: 20 (cit.).

Sarcophaga fissa Aldrich, 1916:290. Localidade-tipo: Honduras, Pt. Cortez.

Sarcophaga (?Pierretia) sanctijosephi Engel, 1931:150 (como sancti-josephi).

Localidade-tipo: Bolívia, Chiquitoq, San José.

Helicobia guianica Curran & Walley, 1934:479. Localidade-tipo: Guiana, Kartabo.

Argoravinia modesta; Roback 1954:23-24, 61-62 (redes. terminalia); Shewell

1987:1163 (chave).

Argoravinia rufiventris; Lopes, 1969:46 (cat.); Lopes 1974b: 545-546 (desc. fêmea/

desc. L1); Lopes, 1976: 695 (des. terminália macho); Lopes, 1982b: 311 (desc. L1);

Pape, 1996: 175 (cat.); Lopes, 2008 (cat.)

Macho – Comprimento total = (n=14) 6,5-9,0 mm (Figs. 3, 9, 15, 38-50)

Cabeça – Gena prateada com pêlos pretos e curtos; pós-gena prateada com

longos pêlos claros; fronte medindo 0,35mm da largura da cabeça; parafaciália com

polinosidade prateada, com pequenos pêlos ao longo da margem inferior da órbita

ocular; parafrontália com polinosidade dourada ou prateada com pequenos pêlos

esparsos ao redor da cerda frontorbital reclinada; frontália marrom-escura e

avermelhada anteriormente; cinco a seis cerdas frontais convergentes, sendo que a

primeira está situada abaixo do nível da antena; cerda frontorbital proclinada ausente e

reclinada presente, com aproximadamente o mesmo tamanho das frontais; cerdas

verticais internas paralelas, com 2,5x o tamanho das frontais; cerdas verticais externas

diferenciadas dos cílios pós-oculares, divergentes e com aproximadamente o tamanho

das frontais; escapo marrom-avermelhado, pedicelo marrom-avermelhado com

pequenas cerdas escuras e uma a duas cerdas longas; flagelo marron-escuro com

polinosidade esbranquiçada com cerca de 3x o tamanho do pedicelo; arista plumosa,

com região mediana clara e o restante marron-claro; palpos marrom-escuros.

Tórax - Mesonoto marrom-escuro com quatro faixas longitudinais de polinosidade

prateada; pleura marrom-escura com polinosidade dourada dispersa; pós-pronoto

dourado; espiráculo anterior e posterior marrons. Quetotaxia: cerdas acrosticais pré-

suturais sem diferenciação e uma pós-sutural pouco diferenciada, dorsocentrais: 3+4

(duas anteriores curtas), intralares: 1+2, supralares: 2 (anterior curta)+3 (central forte),

pós-pronotais: 3, pós-alares: 2, parede pós-alar com pêlos, apicais escutelares ausentes,

marginais escutelares: 2, discal escutelar: 1, meron 7-11, catepisterno: 3 (quase ao

mesmo nível), anepisternais: 6, notopleurais: 2, anepimerais: 2, proepimeral: 1,

proepisternais: 1-2. Asas hialinas, veia R

com cerdas na metade basal, R

4+5

basalmente

com cerdas até ¾ da distância da r-m; célula r4+5

aberta. Pernas pretas com

polinosidade cinzenta nos fêmures; fêmur I com uma fileira de cerdas longas na

margem dorsal e outra na margem ventral, uma fileira de cerdas medianas na face

anterior; tíbia I com duas cerdas localizadas no terço basal da face anterior e uma cerda

no terço apical da face posterior; fêmur II com uma fileira de cerdas longas ventrais na

metade basal, uma fileira mediana de cerdas na face anterior e duas cerdas pré-apicais

na face posterior, ctenídio presente; tíbia II com duas cerdas postero-dorsais e uma

cerda pré-apical na face anterior; fêmur III com uma fileira de cerdas na margem dorsal

e ventral, uma fileira mediana na face anterior e uma cerda postero-dorsal pré-apical;

tíbia III com duas cerdas na metade basal da face anterior e quatro cerdas na margem

dorsal.

Abdome – Cinzento a avermelhado com polinosidade cinzento-prateada; tergito

1+2 com 2-3 cerdas discais laterais; tergito 3 com um par de cerdas marginais laterais;

tergito 4 e 5 com três pares de cerdas marginais; esternitos 1 a 4 retangulares; esternito 1

com cerdas curtas e escuras; esternitos 2 a 4 com cerdas longas e finas; esternito 5 com

abas laterais cerdosos e região mediana da margem anterior com duas pontas, uma mais

desenvolvida que a outra e com bordas levemente serrilhadas (Figs. 15, 42 e 43).

Terminália - Protândrio desenvolvido e globuloso de coloração cinza ou

avermelhada, com polinosidade cinzenta e amarelada, com quatro a cinco cerdas

marginais; epândrio avermelhado com cerdas esparsas; cercos alongados e curvos para

cima (Figs. 3, 44 e 45), com uma pequena projeção apical, voltada para trás, na margem

lateral externa, superfície dorsal dos cercos com fortes e longos espinhos, concentradas

próximo ao ápice, dispostas como na figura 46; ápice dos cercos com espinhos

diminutos (Figs. 45 e 46); superfície ventral dos cercos com espinhos dispostas ao longo

de toda a extensão curva (Fig. 45); apófise lateral pontuda e curta, não ultrapassando a

superfície lateral dos cercos (Figs. 44 e 47) e com cerdas esparsas dispostas como na

figura 47. Surstilo clavado com longas cerdas apicais. Apódema do ducto ejaculatório

desenvolvido (Fig. 48). Gonópodo retorcido, com pequenos espinhos medianos e

marginais, e ápice com duas pontas arredondadas (Figs. 9, 49 e 50). Parâmero largo

com ápice estreito e com uma longa cerda pré-apical (Figs. 9 e 50). Edeago

avermelhado, basifalo articulado com o distifalo; distifalo alongado e estreito; placa

apical pequena e fusionada ao distifalo; placa lateral esclerotinizado, desenvolvida e

retorcida, com muitas apófises (Figs. 38 e 39); ventrália membranosa, com uma

pequena contrição na base e ápice em forma de “V” com borda bastante espessada (Fig.

39); estilo lateral alongado e estriado, base do estilo lateral desenvolvida e

esclerotinizado, livre do distifalo (Figs. 40 e 41); estilo mediano sinuoso e liso (Figs. 40

e 41).

Fêmea – Comprimento total = 7,0-9,0 mm (n=15) (Figs. 81-84)

Difere do macho nos seguintes caracteres: duas cerdas frontorbitais proclinadas;

fêmur II sem ctenídio; tergito 3 com cerdas discais laterais ausentes; tergito 5 com cinco

pares de cerdas marginais; sintergito 6+7 inteiro, apresentando cerda fortes em toda

extensão da margem posterior (Fig. 81), espiráculo 6 situado em área membranosa e

espiráculo 7 no sintergito 6+7 próximo das cerdas marginais; tergito 8 dividido,

representado por duas placas alongadas e sem cerdas (Figs. 81 e 82); epiprocto

membranoso com uma cerda cada; esternitos 1 e 2 quadrangulares, mais largos que os

esternitos 3, 4 e 5, cobertos com cerdas curtas e escuras, tergito 1 sem cerdas marginais

fortes, tergito 2 com quatro cerdas marginais fortes (Figs. 81 e 83); esternitos 3 a 5

arredondados cobertos com cerdas escuras e com cerdas marginais fortes (Fig. 81);

esternito 6 e 7 mais largos do que os outros esternitos com cerdas fortes marginais e

cerdas curtas e finas concentradas na metade posterior, esternito 7 com margem

posterior com depressão mediana (Fig. 82); esternito 8 esclerotinizado coberto

superiormente com cerdas curtas e com cerdas fortes marginais (Fig. 82); hipoprocto

membranoso coberto com pêlos muito curtos e com cerdas finas marginais (Figs. 81 e

82); cercos arredondados e cobertos com cerdas longas e curtas; espermatecas

piriformes e intensamente estriada (Fig. 84).

Material analisado - BRASIL, Amazonas: Manaus, C. [ampus] Univers.[itário],

29.VI.1982, J.A. Rafael col. (1 macho e 1 fêmea, INPA); Manaus, Colônia Santo

Antônio, 25.VII.1970, A. Faustino col. (1 fêmea, INPA); Manaus, Estação do Tarumã,

17.V.1968, A. Faustino e E.V. Silva col. (1 fêmea, INPA); idem, V.1968, A.F. Neto e

E.V. Silva col. (1 macho, INPA); Manaus, Feira do Produtor, 27.VIII.2001, R. Ale-

Rocha e E.F. Soares col. (1 macho, INPA); Manaus, INPA, 14.V.1999, V. Iart col. (1

fêmea, INPA); Manaus, INPA, Km 4, 1.V.1976, E. Rufino col. (1 fêmea, INPA);

Manaus, Reserva Ducke, 1.II.1981, aramadilha Malaise, J.A. Rafael col. (1 fêmea,

INPA); idem, 22.I.1982 (1 macho, INPA); idem, 1.II.1982 (2 machos, INPA); Bahia:

Palmas do Monte Alto, Fazenda Boa Vista, 1 a 14.X.1991, D. Pimentel col., armadilha

Malayse (1 macho, MPEG). Espírito Santo: Itaguaçu, X.1970, P.C. Elias col. (1 fêmea,

MZUSP); Guarapari, 23.I.1973, H.S. Lopes col. (1 fêmea, MNRJ); idem, 26.I.1973 (1

fêmea, MNRJ); idem, 9.II.1973 (1 fêmea, MNRJ). Pará: Castanhal, Americano,

3.V.1988 (1 macho, MPEG); Fazenda Velha Surutucum, X.1959, L. Travassos, D.

Locombe, E. Lobato e J. Evangelista col. (1 macho, MNRJ); Igarapé Açu, Fazenda Bom

Sucesso, 12.IX.1964, A. Souza col. (1 macho, MPEG); Jacundá, Ilha N° (ao norte)

Juriti, 28.III.1981 (1 fêmea, INPA); Oriximiná, Rio Trombetas, Alcoa Mineração, Cruz

Alta, 13.X.1982, armadilha suspensa, J.A. Rafael col. (1 macho, INPA); Rio Acará,

VII.1977 (1 fêmea, INPA); Tucuruí, VII.1980, N. Mello col. (1 fêmea, INPA); Tucuruí,

Ilha Chorona, 17.VII.1980, N. Mello col. (1 macho, INPA); Tucuruí, Jatobal,

4.VII.1982, N. Mello col. (1 fêmea, INPA); Tucuruí, Poraquequara, 12.VIII.1980; N.

Mello col. (1 fêmea, INPA); Vigia, Campo do Palha, 9.XII.1988, armadilha suspensa

2m, I.S.Gorayeb col. (1 macho, MPEG). Maranhão: Carolina, Rio Lages, 12.XII.2001,

armadilha Malaise, J.A. Rafael, F.L.Oliveira e J. Vidal col. (1 macho e 1 fêmea, INPA).

Mato Grosso: Barra do Tapirapé, 21-31.XII.1965, B. Malkin col. (1 macho, MZUSP).

Distribuição geográfica – Neárctica: México (Baja California Sur, Sonora),

EUA (Louisiana, Texas). Neotropical: Argentina (Jujuy), Bolívia, Brasil (Amazonas,

Bahia, Ceará, Espírito Santo, Maranhão, Mato Grosso, Pará, Santa Catarina, São Paulo),

Costa Rica, Equador, El Salvador, Guatemala, Guiana, Honduras, Jamaica, México

(Chiapas, Jalisco, Nayarít, Sinaloa, Veracruz), Panamá, Peru, Porto Rico, Trinidad &

Tobago (Trinidad). Australasiana/ Oceânica: Ilhas Marshall.

Discussão - Esta espécie é semelhante às espécies A. catiae sp. nov., A.

alvarengai e A. paraensis sp. nov., por apresentar apófise lateral desenvolvida e cercos

com curvatura acentuada para cima. Este agrupamento de espécies pode ser facilmente

separado pelo formato da apófise lateral (consultar chave e comentários das outras

espécies). Esta espécie é um novo registro para os estados da Bahia e Maranhão.

Biologia – A biologia de A. rufiventris ainda é desconhecida. Segundo Lopes

(1976) esta espécie pode ser comumente encontrada nos centros urbanos e este mesmo

autor nunca coletou A. rufiventris nas florestas próximas da cidade do Rio de Janeiro.

Em uma chave (não publicada) preparada pelo Prof. Dr. Hugo de Sousa Lopes para a

identificação das espécies atraídas por carne, peixe e banana fermentada, coletadas no

Rio de Janeiro, A. rufiventris está inclusa a espécie.

CONSIDERAÇÕES FINAIS

Apesar do presente trabalho seguir a nomenclatura proposta por Thomas Pape

(1996), no qual o gênero Raviniopsis é considerado como sinônimo de Argoravinia,

deve-se considerar que estes gêneros não foram unidos com base em uma análise

filogenética. No entanto, estes dois gêneros apresentam muitas características em

comum, tanto na morfologia externa quanto na terminália, que reforçam a junção destes

gêneros, como por exemplo: a cabeça é aproximadamente retangular em perfil, com

fronte projetada para frente e inclinada, e não arredondada como na maioria dos gêneros

de Sarcophagidae; protândio muito desenvolvido e globuloso; estilo mediano longo e

sinuoso; estilo lateral apresentando base livre do distifalo. Nas espécies pertencentes ao

gênero Raviniopsis, a base do estilo lateral é pouco desenvolvida e encoberta pela

projeção lateral do distifalo, o que torna a visualização do mesmo, por meio de

microscopia de luz, difícil. Apesar dessas semelhanças, somente análises filogenéticas

que incluam estudos detalhados das genitálias masculinas das espécies de Argoravinia

sensu lato, bem como de outros gêneros relacionados possibilitará classificações mais

acuradas.

Os gêneros Argoravinia e Raviniopsis são muito diferentes nos aspectos

biológicos. As espécies de Argoravinia sensu stricto

são atraídas por material orgânico

em decomposição, sugerindo que suas larvas sejam saprófagas, enquanto que as larvas

das espécies antes consideradas como Raviniopsis são cleptoparasitas de vespas

solitárias que nidificam no solo.

O gênero Argoravinia apresenta dois grupos de espécies distintos, que

correspondem aos dois antigos gêneros, Raviniopsis e Argoravinia. Um grupo

(Argoravinia) é constituído por espécies que apresentam cercos com curvatura

acentuada para cima e coberto com um agrupamento apical de espinhos, apófise lateral

desenvolvida, ventrália única com ápice bífido, gena com pêlos escuros, cinco a seis

cerdas frontorbitais e quatro cerdas dorsocentrais pós-suturais. O outro grupo

(Raviniopsis) apresenta cercos levemente inclinados para cima (exceto A. timbarensis) e

sem espinhos, sem apófise lateral, ventrália representada por dois lobos separados com

ápice arredondado, gena com pêlos claros, presença de sete a doze cerdas frontorbitais e

três cerdas dorsocentrais.

As espécies que pertenciam ao gênero Argoravinia sensu stricto, apresentam

distifalo com poucas diferenças notáveis, sendo que o formato da ventrália do distifalo é

a principal característica que distingue as espécies. No entanto, por ser uma estrutura

membranosa e pouco desenvolvida, sua visualização por meio de técnicas de

microscopia de luz é difícil. Por esta razão, a identificação das espécies de Argoravinia

é realizada principalmente pela forma da apófise lateral. Tanto que, na descrição da

espécie A. alvarengai por Lopes (1976) foi apresentado também desenhos da terminália

de A. rufiventris (as duas únicas espécies conhecidas do gênero), enfatizando diferenças

na apófise lateral e também na disposição dos espinhos do cerco.

As espécies A. aurea e A. brasiliana, que pertenciam ao gênero Raviniopsis são

muito semelhantes entre si, com nenhuma diferença notável no formato do quinto

esternito, cerco, gonópodo e parâmero. Os distifalos são também muito semelhantes nas

duas espécies, com poucas diferenças externas observáveis, tanto por meio da

microscopia de luz quanto da microscopia eletrônica. A principal diferença encontrada

foi no tamanho e forma da glans (estrutura localizada no interior do distifalo), que pode

ser facilmente observada somente no distifalo clareado com KOH (10%).

O reduzido número de espécies de Argoravinia brasileiras e a descoberta de

novas espécies oriundas do estado do Pará evidenciam a escassez de estudos

taxonômicos sobre a família Sarcophagidae no Brasil e principalmente na região

amazônica. Tal situação é responsável, pelo menos em parte, pelo número subestimado

de espécies registradas para a Amazônia e para o Brasil, bem como pela existência de

poucos trabalhos relacionados ao assunto na região.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Aldrich, J.M. 1916. Sarcophaga and allies in North America. Thomas Say Foundation

of Entomological Society of American, La Fayette. v.1, 302p.

Aldrich, J.M. 1930. Notes on the types of American two-winged flies of the genus

Sarcophaga and a few related forms, described by the early authors. Proceedings of

the United States National Museum 78: 1-39.

Almeida, l. M., C.S. Ribeiro-Costa & L. Marinoni,. 2003. Manual de coleta, con

servação, montagem e identificação de insetos. Série Manual Práticos em

Biologia-1, Ribeirão Preto, Holos Editora, VIII+ 78 p.

Amorim, D.S., V.C. Silva & M.P.I. A. Balbi. 2002. Estado do conhecimento dos

Diptera neotropicais. Principais Coleções Brasileiras de Díptera: Histórico

Taxonômico e Situação Atual, p. 29-36. In: C. Costa; S. A. Vanin; J. M. Lobo & A.

Melic (eds.). Proyecto de Red Iberoamericana de Biogeografía y Entomología

Sistemática, PRIBES, 2002. Ed. Zaragoza: Sociedad Entomológica Aragoneza

(SEA) & Cyted, v.2, 329p.

Bänziger, H & T. Pape. 2004. Flower, faeces and cadavers: natural feeding and laying

habits of flesh flies in Thailand (Diptera: Sarcophagidae, Sarcophaga spp.). Journal

of natural History 38: 1677-1694.

Bravo, F. 2007. Perspectivas para o Estudo de Diptera (Insecta) no Semi-árido

Brasileiro. In: Queiroz, L.P.; A. Rapini & A. M. Giulietti (eds.) Rumo ao Amplo

Conhecimento da Biodiversidade do Semi-árido Brasileiro. Disponível em:

http:// www. uefs. br /ppbio/ cd/ portugues / editorial.htm. (acesso em 20/12/2007).

Brown, V.B. 2005. Malaise trap catches and their crisis in the Neotropical Dipterology.

American Entomologist 51: 180-183.

Callan, E. McC. 1954. Observations on Vespoidea and Sphecoidea from the Paria

Peninsula and Patos Islands, Venezuela. Boletim Entomológico de Venezuela 9:

13-27.

Carvalho, L. M. L. & A. X. Linhares. 2001. Seasonality of insect succession and pig

carcass decomposition in a natural Forest area in southeastern Brazil. Journal of

Forensic Sciences 46: 604–608.

Carvalho, C. J. B & C. A. Mello-Patiu. 2008. Key to the adults of most common

forensic species of Diptera in South America. Revista Brasileira de Entomologia

52: 390-406.

Carvalho, C. J. B; M. S. Couri; R. Toma; J.A. Rafael; A. H. Harada; S. R. Bonatto; A.

L. Henriques & A. O. Gastal. 2002. Principais Coleções Brasileiras de Díptera:

Histórico Taxonômico e Situação Atual, p. 37-52. In: C. Costa; S. A. Vanin; J. M.

Lobo & A. Melic (eds.). Proyecto de Red Iberoamericana de Biogeografía y

Entomología Sistemática, PRIBES, 2002. Ed. Zaragoza: Sociedad Entomológica

Aragoneza (SEA) & Cyted, v.2, 329p.

Curran, C.H. 1928. Insects of Porto Rico and the Virgin Islands. Diptera or two-winged

flies. Scientific Survey of Porto Rico (New York Academic of Science) 11:

1-118.

Curran, C.H. & G.S. Walley. 1934. The Diptera of Kartabo, Bartica District, British

Guiana, with descriptions of new species from other British Guiana localities.

Bulletin of the American Museum of Natural History 66: 287-532.

Dahlem, G.A. 1991. Sarcophagidae. In: Stehr. F. W. (ed.). Immature insects. Dubuque,

Iowa, Kendall-Hunt Publishing Company, p.871-873.

Downes, W. L. 1955. Notes on the morphology and classification of the Sarcophagidae

and other calyptrates (Diptera). Proceedings of Iowa Academy of Science 62: 514-

538.

Engel, E.O. 1931. Die Ausbeute der deutschen Chaco-Expedition 1925/26, Diptera

XXVI. Sarcophagidae. Konowia 10: 133-154.

Evans, H.E.; R.W. Matthews & E.McC. Callan. 1974. Observations of the nesting

biology of Rubrica surinamensis (DeGeer) (Hymenoptera, Sphecidae). Psyche:

334-352.

Evenhius, N.L. (originalmente por H.S. Lopes) 2008. Family Sarcophagidae. In: N.L.

Evenhuis (ed.)

Catalog of the Diptera of the Australasian and Oceanian

Regions

. (versão online). Disponível em: http://hbs.bishopmuseum.org/aocat/

Sarcophagidae.html. (acessado em 04/11/2008).

Gaston, K. J. 1991. The magnitude of global insect species richness. Conservation

Biology 5: 283-296.

Greenberg, B. 1991. Flies as Forensic Indicators. Journal of Medical Entomology 28:

565–577.

Griffiths, G.C.D. 1972. The phylogenetic classification of Diptera Cyclorrapha, with

special reference to the structure of the male postabdomen.The Hague: Junk.

339p.

Griffiths, G.C.D. 1982. On the systematic position of Mystacinobia (Diptera:

Calliphoridae). Memoirs of the Entomological Society of Washington 10: 70-77.

Grimaldi, D. & M.S. Engel. 2005. Evolution of the Insects. Cambridge University

Press, New York, 755 p.

Gurny, A.B.; J.P. Kramer & G.C. Steyskal. 1964. Some techiniques for the preparation,

syudy and storage in microvial of insect genitália. Annual Entomological Society

American 57: 240-242.

Guimarães, H.J.L. 2004. Redescrição dos machos de dez espécies neotropicais de

Ravinia Robineau-Desvoidy, 1863 (Diptera, Sarcophagidae). Arquivos do Museu

Nacional 62: 45-66.

Guimarães, J.H.; E.D. Tucci & D.M. Barros-Battesti. 2001. Ectoparasitos de

Importância Veterinária, Editora Plêiade/FAPESP, São Paulo, 218 p.

Hall, D.G. 1933. The Sarcophaginae of Panama (Diptera: Calliphoridae). Bulletin of

the American Museum of Natural History 66: 251-285.

Hammond, P. M. 1992. Uncharted realms of species richness, p. 26–39. In B.

Groombridge (ed.). Global Biodiversity: Status of the Earth’s Living Resources.

London, World Conservation Monitoring Centre, Chapman and Hall, 614 p.

Irwin, M.E..; M.I. Schlinger & F.C. Thompson. 2003. Diptera, True Flies, p. 692-702.

In: S.M.Goodman & J.B. Benstead (eds) The Natural History of Madagascar.

The University of Chicago Press, Chicago, 1728p.

Ishijima, H. 1967. Revision of the third stage larvae of synathropic flies of Japan

(Diptera: Anthomyiidae, Muscidae, Calliphoridae and Sarcophagidae). Japanese

Journal of Sanitary Zoology 18: 47-100.

Lopes, H.S. 1939. Contribuição ao conhecimento do genero Helicobia Coquillett (Dipt.

Sarcophagidae). Revista Entomológica 10: 497-517.

Lopes, H.S. 1941. Sobre o aparelho genital feminino dos “Sarcophagidae” e sua

importância na classificação (Diptera). Revista Brasileira de Biologia 1: 215-221.

Lopes, H.S. 1956. Sobre a genitália masculina dos “Sarcophagida” (Díptera). Revista

Brasileira de Entomologia 16; 59-64.

Lopes, H. S. 1969. Sarcophagidae, p. 103.1-103.88. In: N. Papavero (ed.) A Catalogue

of the Diptera of the Américas South of the United States. Departamento de

Zoologia, Secretaria de Agricultura, São Paulo, Vol. 103, 88 pp.

Lopes,H.S. 1973. Collecting and rearing Sarcophagidae flies (Diptera) in Brazil during

forth years. Anais da Academia Brasileira de Ciências 45: 279-291.

Lopes, H.S. 1974a. Sarcophagidae flies Diptera from Pacatuba, State of Ceará, Brazil.

Revista Brasileira de Biologia 34: 271-294.

Lopes, H.S. 1974b. On females holotypes of some american speces described by

Francis Walker and J. Macquart (Díptera, Sarcophagidae, Calliphoridae). Revista

Brasileira de Biologia 34: 535-550.

Lopes, H.S. 1976. On the species of Argoravinia Townsend (Diptera, Sarcophagidae).

Revista Brasileira de Biologia 36: 693-696.

Lopes, H.S. 1979. On the holotype of some Neotropical Sarcophagidae described by

C.H.T.Townsend. Canadian Entomologist 111: 149-160.

Lopes, H.S. 1982a. The genera of Microcerellini (Diptera, Sarcophagidae). Revista

Brasileira de Biologia 42: 359-369.

Lopes, H.S. 1982b. The importance of the mandible and clypeal arch of the first instar

larvae in the classification of the Sarcophagidae (Diptera). Revista Brasileira de

Biologia 26: 293-326.

Lopes, H.S. 1985. On Orodexia, Anolisomyia (Revalidated), Euflettcherimyia and

Notochaeta (Diptera, Sarcophagidae), with key to especies. Revista Brasileira de

Entomologia 29: 559-570.

Lopes, H.S. 1988. On Raviniopsis (Díptera, Sarcophagidae) with descriptions of two

new species. Revista Brasileira de Biologia 48: 307-414.

Lopes, H.S. 1991a. Third contribution to the knowledge of the genus Lepidodexia

Brauer & Bergenstamm (Diptera, Sarcophagidae). Revista Brasileira de Biologia

51:571-583.

Lopes, H.S. 1991b. On Johnsonia (Diptera, sarcophagidae) with descriptions of twelve

new species. Anais da Academia Brasileira de Ciências 63: 59-84.

Lopes, H.S & R.Tibana. 1991. Sarcophagidae (Diptera) de Roraima, Brasil. Acta

Amazonica 21: 151-159.

Marchenko, M.I. 1985. Characteristic of development of the fly Chrysomya albiceps

(Wd.) (Diptera: Calliphoridae). Entomologiceskoe Obozrenie 64: 79-84.

McAlpine, J. F. 1981. Morphology and terminology-adults, p.9-63. In: J. F. McAlpine;

B.V. Peterson; G.E. Shewell; H.J. Teskey; J.R. Vockeroth & D.M. Wood (eds.)

Manual of Neartic Diptera, Otawa, Research Branch, Agriculture Canada. v.1. 674

McAlpine, J. F. 1989. Phylogeny and classification of the Muscomorpha. p.1397-1518.

In: J. F. McAlpine; B.V. Peterson; G.E. Shewell; H.J. Teskey; J.R. Vockeroth &

D.M. Wood (eds.) Manual of Neartic Diptera, Otawa, Research Branch,

Agriculture Canada. v.3.

Mello, C. A. 1996a. Revisão do gênero Farrimyia Dodge, 1965 (Diptera,

Sarcophagidae)-Parte I. Revista Brasileira de Biologia 56: 459-471.

Mello, C. A. 1996b. Revisão do gênero Farrimyia Dodge, 1965 (Diptera,

Sarcophagidae)-Parte II. Revista Brasileira de Biologia 56: 473-483.

Mello-Patiu, C.A. Diptera. 2007. p. 29-37. In: J. Oliveira-Costa (ed.), Entomologia

Forense, Quando os Insetos são Vestígios. Millennium Editora. Campinas. 456p.

Mello-Patiu, C.A. & Pape, T. 2000. Definitions of Dexosarcophaga Townsend 1917

and Sarcofahrtiopsis Hall 1933, including two new species and a redescription of

Sarcofahrtiopsis cuneata (Townsend 1935) (Diptera: Sarcophagidae). Boletim

Entomológico de Venezuela 15:181-194.

Mello-Patiu, C.A. & A.S.P. Sousa-Neto. 2007. Revisão das duas espécies de Tapacura

Tibana & Lopes, 1985 (Díptera: Sarcophagidae: sarcophaginae). Biota Neotropica

7: 195-198.

Oldroyd, H. 1964. The Natural History of Flies. The Norton library, New York, 324p.

Oliveira-Costa, J. 2003. Entomologia Forense, Quando os Insetos são Vestígios.

Millennium Editora. Campinas. 456p.

Oliveira-Costa, J.; C. A. Mello-Patiu & S. M. Lopes 2001. Dípteros muscóides

associados com cadáveres humanos na cena da morte no estado do Rio de Janeiro,

Brasil. Boletim do Museu Nacional, nova série, Zoologia, 464: 1–6.

Oliveira-Costa, J. & M.M.C. Queiroz. 2007. Dípteros de Interesse Forense no Brasil. p.

167-195. In: J. Oliveira-Costa (ed.), Entomologia Forense, Quando os Insetos são

Vestígios. Millennium Editora. Campinas. 456p.

O’Neil, K.M. 2001. Solitary Wasps. Ithaca. Cornel University press.406p.

Pape, T. 1992. Phylogeny of the Tachinidae family-group (Diptera: Calyptratae).

Tijdschrift voor Entomologie 135: 43-86.

Pape, T. 1994. The world Blaesoxipha Loew, 1861 (Diptera, Sarcophagidae).

Entomologica Sacadinavica 45:1-247.

Pape, T. 1996. Catalogue of the Sarcophagidae of the World (Insecta: Diptera).

Memoirs of Entomology International 8: 1-558.

Pape, T. & H. Bänziger. 2000. Two new species of Sarcophaga (Diptera:

Sarcophagidae) among pollinator of newly discovered Sapria ram (Rafflesiaceae).

Raffles Bulletin of Zoology 48: 201-208.

Pape, T. & M. Anderson. 2000. A new species of Peckia (Diptera:Sarcophagidae) from

Costa Rica, with note a on P. pexata (Wulp). Insecta Mundi 14: 233-239.

Pape, T. & P.H. Arnaud. 2001. Bezzimyia - a genus of New World Rhinophoridae

(Insecta, Diptera). Zoologica Scripta 30: 257-297.

Pape, T.; M. Wolff, & E.C. Amat. 2004. Los califóridos, éstridos, rinofóridos y

sarcofágidos (Diptera: Calliphoridae, Oestridae, Rhinophoridae, Sarcophagidae) de

Colombia. Biota Colombiana 5: 201-208.

Pape, T.; G. Dahlem; C.A. Mello-Patiu & M. Giroux. 2008. The World of Flesh Flies

(Diptera:Sarcophagidae). http:/www.zmuc.dk /entoweb/sarcoweb/ sarcweb/ sarc_

web.htm. (acessado em 11/07/2008).

Quirino, Z.G.M. & I.S. Machado. 2001. Biologia da polinização e da reprodução de três

espécies de Combretum Loefl. (Combretaceae). Revista Brasileira de Botânica 24:

181-193.

Roback, S. S. 1954. The Evolution and Taxonomy of the Sarcophaginae (Diptera,

Sarcophagidae). Illinois Biological Monographs 23: 1-181.

Rognes, K. 1986. The systematic position of the genus Helicobosca Bezzi with a

discussion of the monophyly of the calyptrate families Calliphoridae,

Rhinophoridae, Sarcophagidae and Tachinidae (Diptera). Entomologica

Sacadinavica 17: 75- 92.

Rognes K. 1997. The Calliphoridae (Blowflies) (Diptera: Oestroidea) are not a

monophyletic group. Cladistics. 13: 27-66.

Shewell, G. E. 1987. Sarcophagidae, p. 1159–1186, In: J. F. McAlpine; Peterson, B.V.;

Shewell, G.E.; Teskey, H.J.; Vockeroth, J.R. & Wood, D.M. (eds.) Manual of

Neartic Diptera, Otawa, Research Branch, Agriculture Canada. v2: 657 p.

Teskey, H.J. 1981a. Morphology and terminology – larvae, p. 6-88, In: J. F. McAlpine;

Peterson, B.V.; Shewell, G.E.; Teskey, H.J.; Vockeroth, J.R. & Wood, D.M. (eds.)

Manual of Neartic Diptera, Otawa, Research Branch, Agriculture Canada. v1: 674

Teskey, H.J. 1981b. Key to families - larvae, p. 125-147, In: J. F. McAlpine; Peterson,

B.V.; Shewell, G.E.; Teskey, H.J.; Vockeroth, J.R. & Wood, D.M. (eds.) Manual of

Neartic Diptera, Otawa, Research Branch, Agriculture Canada. v1. 674 p.

Thompson, J. C. 2007. The Diptera Site: information about the World’s flies.

Disponível em: http://www.sel.barc.usda.gov/Diptera/diptera.htm. (acesso em:

20/12/2007).

Townsend, C.H.T. 1911. Announcement of further results secured in the study of

muscoid flies. Annals of The Entomological Society of America 4: 127-152.

Townsend, C.H.T. 1912. Descriptions of new genera and species of muscoid flies from

the Andean and Pacific coast regions of South America. Proceedings of the United

States National Museum 43: 301-367.

Townsend, C.H.T. 1917. Genera of the dipterous tribe Sarcophagini. Proceedings of

the Biological Society of Washington 30: 189-197.

Townsend, C.H.T. 1918. New genera of Amobiinae (Diptera). Insecutor Inscit

Menstruus. 5: 157-165. [1917].

Verves, Y.G. 1989. Prof. Hugo de Sousa Lopes and the modern system of

Sarcophagidae (Diptera). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 84: 529-545.

Vesey-Fitzfgerald, D. 1940. Notes on Bembicidae and allied wasps from Trinidad

(Hym.: Bembicidae and Stizidae). Proceedings of Royal Society of London 15:

37-39.

Walker, F. 1861. Characters of undescribed Diptera in the collection of W.W. Saunders.

Transactions of the Entomological Society of London 5: 297-334.

Wiedemann, C.R.W. 1830. Aussereuropäische zweiflügelige Insekten. Als

Fortsetzung des Meigenschen Werkes, Schulz, Hamm. v.2. xii + 684 pp.

FIGURAS 1-6. Terminália dos machos de Argoravinia: (1) A. alvarengai; (2) A. catiae

sp. n.; (3) A. rufiventris; (4) A. paraensis sp. n.; (5) A. aurea; (6) A. brasiliana (al=

apófise lateral; ep = epândrio; ce= cercos; pr= protândrio; su= surstilo). Escala: 0, 2

mm.

3 4

FIGURAS 7-12. Estruturas associadas ao edeago: (7) A. alvarengai; (8) A. catiae sp.

n.; (9) A. rufiventris; (10) A. paraensis sp. n. Estruturas associadas ao edeago e edeago:

(11) A. aurea; (12) A. brasiliana (ae= apódema do edeago; bf= basifalo; df= distifalo;

go= gonópodo; hi= hipândrio, po= parâmero). Escalas: 0,1 mm.

109

FIGURAS 13-18. Quinto esternito dos machos de Argoravinia, vista dorsal; exceto 18,

vista lateral: (13) A. alvarengai; (14) A. catiae sp. n.; (15) A. rufiventris; (16) A.

paraensis sp. n.; (17 e 18) A. aurea. Escalas: 0,5 mm.

1817

15 16

13 14

FIGURAS 19-22. Argoravinia alvarengai, macho: (19) Distifalo, vista ventral; (20)

Distifalo, vista dorso-lateral; (21) Ventrália; (22) Apófise lateral e cercos, vista lateral

(BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL = placa

lateral; V = ventrália).

19 20

FIGURAS 23-26. Argoravinia alvarengai, macho: (23) Cercos e apófise lateral, vista

dorsal; (24) Cercos, vista dorsal; (25) Ápice do cerco, vista dorsal; (26) Ápice dos

cerco, vista latero-dorsal.

FIGURAS 27-29: Argoravinia alvarengai, macho: (27) Parâmero e gonópodo , vista

lateral; (28) Ápice do gonópodo, vista lateral; (29) Ápice do parâmero, vista lateral.

FIGURAS 30-33. Argoravinia catiae sp. nov., macho: (30) Distifalo, vista lateral; (31)

Distifalo, vista antero-ventral; (32) Distifalo, vista dorso-apical; (33) Ápice do cerco,

vista dorsal (BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL =

placa lateral; V = ventrália).

PL PL

30 31

32 33

FIGURAS 34-37. Argoravinia catiae sp. nov., macho: (34) Epândrio e cercos, vista

lateral; (35) Apófise lateral; (36) Quinto esternito, vista ventral; (37) Margem anterior

do quinto esternito, vista ventral.

FIGURAS 38-43. Argoravinia rufiventris, macho: (38) Basifalo, vista lateral; (39)

Basifalo, vista ventral; (40) Basifalo, vista antero-dorsal; (41) Ápice do basifalo,vista

dorsal; (42) Quinto esternito, vista ventral; (43) Margem anterior do quinto esternito,

vista ventral (BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL =

placa lateral; V = ventrália). .

EL EM

38 39

FIGURAS 44-47. Argoravinia rufiventris, macho: (44) Cerco, vista dorsal; (45) Cerco,

vista lateral; (46) Cerco, ápice, vista dorsal; (47) Apófise lateral, vista lateral (AL =

Apófise lateral).

FIGURAS 48-50. Argoravinia rufiventris, macho: (48) Apódema do ducto ejaculatório;

(49) Gonópodo, vista lateral; (50) Parâmero e gonópodo, vista lateral.

FIGURAS 51-54. Argoravinia paraensis sp. nov., macho: (51) Distifalo, vista ventral;

(52) Distifalo, vista dorsal; (53) Distifalo, vista lateral; (54) Quinto esternito, vista

ventral (BE = base do estilo lateral; EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL =

placa lateral; V = ventrália).

FIGURAS 55-60. Argoravinia paraensis sp. nov., macho: (55) Segmentos genitais,

vista lateral; (56) Apófise lateral, vista lateral; (57) Cercos, vista lateral; (58) Cercos,

vista dorsal; (59) Ápice do cerco, vista dorsal; (60) Ápice dos cercos, vista dorsal.

FIGURAS 61-63. Argoravinia paraensis sp. nov., macho: (61) Gonópodo e parâmero,

vista lateral interna; (62) Gonópodo, vista lateral interna; (63) Ápice do gonópodo, vista

lateral interna.

FIGURAS 64-67: Argoravinia aurea, macho: (64) Basifalo, vista lateral; (65) Basifalo

sem projeção lateral, vista lateral; (66) Ápice do basifalo, vista lateral; (67) Ápice do

basifalo, vista lateral (EL = estilo lateral; EM = estilo mediano; PL = placa lateral; PB =

projeção lateral do basifalo; PM = processo mediano; V= ventrália).

FIGURAS 68-73: Argoravinia aurea, macho: (68) Segmentos genitais, vista lateral;

(69) Cerco, vista lateral; (70) Ápice do cerco, vista lateral; (71) Parâmero e gonópodo,

vista lateral; (72) Gonópodo, vista lateral; (73) Ápice do gonópodo, vista lateral.

FIGURAS 74-77: Argoravinia aurea, macho: (74) Quinto esternito do macho, vista

ventral; (75) Apódema do ducto ejaculatório, vista dorsal; (76) Margem anterior do

quinto esternito do macho, vista ventral; (77) Parâmero, vista lateral.

FIGURAS 78-85. Argoravinia alvarengai, fêmea: (78) Terminália e esternitos

abdominais, vista ventral; (79) Terminália, vista ventral;(80) Esternitos 2 e 3, vista

ventral. Argoravinia rufiventris, fêmea: (81) Terminália e esternitos abdominais, vista

ventral; (82) Terminália, vista ventral; (83) Esternitos 2 e 3, vista ventral; (84)

Espermateca. Argoravinia aurea, fêmea: (85) Espermateca (ce = cercos; E = esternito;

ep = epiprocto; hi = hipoprocto; T = tergito). Escalas: figuras 84 e 85 = 0,1 mm e o

restante = 0,3 mm.

84 85

FIGURAS 86-91. Argoravinia paraensis sp. nov., fêmea: (86) Terminália e esternitos

abdominais, vista ventral; (87) Terminália, vista ventral. Argoravinia aurea, fêmea (88)

Terminália e esternitos abdominais, vista ventral; (89) Terminália, vista ventral;

Argoravinia brasiliana, fêmea: (90) Terminália e esternitos abdominais, vista ventral;

(91) Terminália, vista ventral. Escalas: 0,3 mm.

86 88

FIGURAS 92-97. Argoravinia brasiliana, macho: (92) Distifalo, vista ventral; (93)

Distifalo, vista latera; (94) Distifalo, vista ventral. Argoravinia aurea, macho: (95)

Distifalo, vista ventral; (96) Distifalo, vista lateral; (97) Distifalo, vista ventral (GL =

glans). Escalas = 0,1 mm.

92 95

93 96

BPM BPM

94 97

FGURAS 98-103. Argoravinia aurea: (98) Macho, vista dorsal; (99) Macho, vista

lateral; (100) Cabeça da fêmea, vista lateral. Argoravinia rufiventris: (101) Macho, vista

dorsal; (102) Macho, vista lateral; (100) Cabeça do macho, vista lateral

100

102

98 101

103

FIGURAS 104-107. Argoravinia paraensis sp. nov..: (104) Macho, vista lateral; (105)

Macho, vista dorsal (menor) ao lado de A. rufiventris (maior). Stictia sp. (Sphecidae,

lato sensu) no ninho que foi invadido por A. aurea: (106) Fêmea saindo do ninho; (107)

Fêmea fechando entrada do ninho com areia.

104

105

106 107

FIGURA 108. Mapa de distribuição geográfica de quatro espécies de Argoravinia.

FIGURA 109. Mapa de distribuição geográfica de duas espécies de Argoravinia.

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