( PDF ) Resposta do feijoeiro à aplicação de níquel

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RESPOSTA DO FEIJOEIRO À APLICAÇÃO DE NÍQUEL

MARCELA CAMPANHARO

UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSE DARCY

RIBEIRO - UENF

CAMPOS DOS GOYTACAZES - RJ

FEVEREIRO - 2010

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RESPOSTA DO FEIJOEIRO À APLICAÇÃO DE NÍQUEL

MARCELA CAMPANHARO

Tese apresentada ao Centro de Ciências e

Tecnologias Agropecuárias da Universidade

Estadual do Norte Fluminense Darcy

Ribeiro, como parte das exigências para

obtenção do título de Doutor em Produção

Vegetal

Orientador: Pedro Henrique Monnerat

CAMPOS DOS GOYTACAZES - RJ

FEVEREIRO - 2010

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FICHA CATALOGRÁFICA

Preparada pela Biblioteca do CCTA / UENF 010/2010

Campanharo, Marcela

Resposta do feijoeiro à aplicação de níquel / Marcela Campanharo.

- 2010. 138 f.: il.

Orientador: Pedro Henrique Monnerat

Tese (Doutorado em Produção Vegetal) – Universidade Estadual do

Norte Fluminense Darcy Ribeiro, Centro de Ciências e Tecnologias

Agropecuárias. Campos dos Goytacazes, RJ, 2010.

Bibliografia: f.79 - 93.

1. Phaseolus vulgaris 2. Vigna unguiculata 3. Cloreto de níquel 4.

Uréia 5. Urease. Universidade Estadual do Norte Fluminense - Darcy

Ribeiro. Centro de Ciências e Tecnologias Agropecuárias. II. Título.

CDD – 635.652

RESPOSTA DO FEIJOEIRO À APLICAÇÃO DE NÍQUEL

MARCELA CAMPANHARO

Tese apresentada ao Centro de Ciências e

Tecnologias Agropecuárias da Universidade

Estadual do Norte Fluminense Darcy

Ribeiro, como parte das exigências para

obtenção do título de Doutor em Produção

Vegetal

Aprovada em 25 de Fevereiro de 2010.

Comissão Examinadora:

Prof. Gilmar Santos Costa (D.Sc. - Produção Vegetal) - IFF

Profª. Marta Simone Mendonça Freitas (D.Sc. - Produção Vegetal) - UENF

Prof. Henrique Duarte Vieira (D.Sc. - Produção Vegetal) - UENF

Prof. Pedro Henrique Monnerat (Ph. D. Nutrição Mineral de Plantas) - UENF

Orientador

Com muito carinho:

Aos meus pais, José Paulino Campanharo e Maria de Lourdes Pancieri

Campanharo

Aos meus irmãos, José Eduardo Campanharo e Alex Campanharo e

Ao meu grande amigo e companheiro, Marcelo Curitiba Espindula

DEDICO

iii

“... pra passar a noite na cocheira, tem que ter o mesmo cheiro do cavalo pra

não incomodar”.

Raul Seixas

AGRADECIMENTOS

A Deus, pela saúde e proteção, por ter suavizado as canções e por ter me

ajudado a recomeçar e a refazer sempre que foi necessário.

Ao Programa de Pós-Graduação em Produção Vegetal da Universidade

Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, pela oportunidade e condições

concedidas para a realização do Curso.

Ao CNPq, pela concessão da bolsa de estudos, sem a qual não seria

possível a realização desse trabalho e pela taxa de bancada.

Ao Professor Ph. D. Pedro Henrique Monnerat, pela orientação e pelo

exemplo de compromisso e persistência.

Ao José Accácio da Silva, por toda a ajuda nas realizações das análises e

pelos ensinamentos. Por toda a sua dedicação e serenidade.

A Geisa Lídia Mateus de Abreu, Guilherme Ribeiro e Wanderson Souza

Rabello, pela amizade, companheirismo e pela ajuda prestada durante a

realização deste trabalho.

Ao Instituto Agronômico de Pernambuco - IPA, pela concessão das

sementes de feijoeiro caupi cv. IPA 206 e feijoeiro comum cv. Princesa para a

realização dos experimentos. Ao professor José Eustáquio de Souza Carneiro

do Departamento de Fitotecnia da Universidade Federal de Viçosa, pela

concessão de sementes de feijão comum cv. Pérola.

Aos meus pais José Paulino Campanharo e Maria de Lourdes Pancieri

Campanharo, pelo amor e apoio incondicional e por sempre congregarem nossa

família na unidade.

Aos meus irmãos José Eduardo Campanharo e Alex Campanharo, pelo

apoio, incentivo e por serem um presente de Deus em minha vida. A minha

cunhada Patrícia Nunes Campanharo, pela presença e companheirismo.

Ao meu querido Marcelo Curitiba Espindula, pela sua compreensão,

incentivo e ternura que me ajudaram nos momentos difíceis. Pelas suas valiosas

críticas e sugestões.

A Kelly Regina Bada, pela amizade, consideração e por tantos momentos

de alegria.

A Rejane Siqueira Bernardes, Derliane Martins Ribeiro e Maria

Carolina Palácios, por terem me recebido em Campos e pelos bons momentos

vividos.

A Alessandra Olmo Dardengo, pela nossa amizade, que teve início diante

de uma apostila sobre Transporte de Solutos, e que fluiu muito bem com nosso

bom convívio em república, pelos desafios superados e por tantas conquistas.

Aos amigos Josimar de Souza Andrade, Theófilo André Maretto Effgen,

César Ronald Pereira, Hélio Júnior de Souza Crespo, Joseane Silva Oliveira,

Juliana Mauri, Ramon Santos de Minas, Inês Ribeiro Machado, Márcia

Cristina de Paula Cesário, Antonione Araújo Coelho, Renata Vianna Lima,

Márcio Takeshi Sugawara, Guilherme Bastos Lyra, Jatinder Singh Multani,

Virgínia Silva Carvalho, Gustavo Denarde Nogueira, Juliana Sobreira de

Souza, Jalille Amim Altoé e Yaska Janaína Bastos Soares, por terem dividido

comigo alguns fardos e pelos momentos felizes.

SUMÁRIO

RESUMO ................................................................................................

.......

viii

ABSTRACT ................................................................................................ xi

1. INTRODUÇÃO ................................................................

.............................

2. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................

........

2.1. Origem geoquímica do níquel ................................

................................

2.2. Aplicações do níquel na indústria ................................

.............................

2.3. Níquel na agricultura ................................................................

.................

2.3.1. Níquel no solo ................................................................

........................

2.3.2. Níquel na planta ................................................................

.....................

2.3.2.1. Importância do níquel para o feijoeiro................................

................

3. TRABALHOS ................................................................

..............................

3.1. EFEITO DO

NÍQUEL NA HIDRÓLISE DA URÉIA, CRESCIMENTO E

COMPOSIÇÃO MINERAL DO FEIJOEIRO CULTIVADO EM

ARGISSOLO E NEOSSOLO ......................................................................

RESUMO ................................................................................................

........

ABSTRACT ................................................................................................ 15

1. INTRODUÇÃO ................................................................

...........................

2. MATERIAL E MÉTODOS................................................................

............

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................

................................

4. CONCLUSÕES................................................................

...........................

REFERÊNCIAS ................................................................

..............................

3.2. RESPOSTA DO FEIJOEIRO ‘PRINCESA’ CULTIVADO EM

vii

ARGISSOLO E NEOSSOLO À APLICAÇÃO DE NÍQUEL

............................

RESUMO ................................................................................................

........

ABSTRACT ................................................................................................ 35

1. INTRODUÇÃO ................................................................

...........................

2. MATERIAL E MÉTODOS................................................................

............

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................

................................

4. CONCLUSÕES................................................................

...........................

REFERÊNCIAS ................................................................

..............................

3.3. EFEITO DE DOSES DE NÍQUEL EM FEIJOEIRO CAUPI

CULTIVADO EM DOIS TIPOS DE SOLO................................

.......................

RESUMO ................................................................................................

........

ABSTRACT................................................................................................

1. INTRODUÇÃO ................................................................

...........................

2. MATERIAL E MÉTODOS................................................................

............

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................

................................

4. CONCLUSÕES................................................................

...........................

REFERÊNCIAS ................................................................

..............................

3.4. SINTOMAS DE TOXIDEZ DE NÍQUEL EM FEIJOEIRO COMUM

..........

RESUMO ................................................................................................

........

ABSTRACT ................................................................................................ 70

REFERÊNCIAS ................................................................

..............................

CONCLUSÕES GERAIS ................................................................

...............

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................

...............................

APÊNDICES ................................................................

................................

APÊNDICE A ................................................................

................................

APÊNDICE B ................................................................

...............................

101

APÊNDICE C................................................................

................................

112

viii

RESUMO

Campanharo, Marcela. D.Sc. Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy

Ribeiro; Fevereiro de 2010. Resposta do feijoeiro à aplicação de níquel.

Orientador: Prof. Pedro Henrique Monnerat.

Para avaliar a resposta do feijoeiro à aplicação de níquel via foliar, conduziram-se

três experimentos em casa de vegetação na Universidade Estadual do Norte

Fluminense Darcy Ribeiro, Campos dos Goytacazes - RJ. Empregaram-se cinco

doses de níquel (0; 20; 40; 60 e 100 mg L

-1

de Ni) e dois solos (Neossolo

Quartzarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb) em blocos

casualizados completos, com quatro repetições. No primeiro experimento foram

cultivadas cinco plantas do feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola por

vaso e a aplicação de Ni foi feita por meio de um borrifador manual aos 25 dias

após a semeadura (DAS), visando molhar as folhas completamente até o início do

escorrimento. Sintomas de toxidez foram observados 36 horas após a aplicação

de Ni nos tecidos jovens e maduros de todas as plantas que receberam Ni com

predominância e maior intensidade nos tecidos maduros de plantas que

receberam as maiores doses. Os folíolos e/ou folhas maduras apresentaram

inicialmente manchas acinzentadas irregulares e aleatórias no limbo que em

estádio mais avançado necrosaram. As folhas que se formaram posteriormente

não apresentaram sintomas de toxidez e mantiveram o seu crescimento. Aos 33 e

aos 40 DAS aplicou-se a cada tratamento uma solução contendo 10 g L

-1

de uréia

p.a., utilizando o mesmo procedimento adotado com o Ni. Uma hora e meia após

essa última aplicação de uréia, coletou-se a parte aérea de uma planta de cada

tratamento, separando-as em folhas e ramos. Esse procedimento foi repetido 4;

10; 24 e 48 horas após a aplicação de uréia para determinação dos teores de

uréia e nitrogênio. Determinaram-se os teores de P, K, Ca, Mg, S, B, Zn, Cu, Mn,

Fe, Cl e Ni nas folhas das plantas da última coleta. Os teores de uréia no tecido

foliar diminuíram em resposta ao aumento das doses de Ni e do tempo após a

aplicação de uréia, indicando aumento da atividade da enzima urease. O aumento

das doses de Ni aplicadas nas folhas do feijoeiro promoveu redução dos teores

foliares de N orgânico e de Mn, mas não afetou os teores dos demais nutrientes,

com exceção do Ni, que sofreu aumento; não alterou o crescimento das plantas,

embora tenha causado, inicialmente, sintomas de toxidez nas folhas. Os teores de

P, K, Mg, Cl, B, Fe, Ni e Zn foram maiores no Argissolo; os de N, Ca, S e Mn não

diferiram do Neossolo. No segundo experimento foram utilizadas quatro plantas

por vaso do feijoeiro comum (P. vulgaris L.) cv. Princesa, que aos 23 DAS

recebeu a aplicação foliar de Ni feita por meio de um pulverizador manual

calibrado para dispensar cerca de 170 L ha

-1

, de modo a simular uma aplicação

mecanizada no campo. Aos 38 e 42 DAS, no início da manhã, foram feitas

aplicações foliares com solução contendo 10 g L

-1

de uréia p.a. utilizando a

mesma técnica empregada para o Ni. Aos 43 DAS foram coletadas as quatro

plantas de cada vaso no estádio de desenvolvimento R

. Foi feita a partição de

raízes, ramos, folhas maduras (basais), folhas jovens (apicais), vagens e nódulos

das quatro plantas de cada vaso para constituírem as amostras. Foram

determinados os teores de uréia, N; P; K; Ca; Mg; S; B, Zn, Cu, Mn, Fe, Mo e Ni

nos ramos, folhas maduras, folhas jovens e os teores de Mo e Ni em vagens. As

doses de Ni aplicadas promoveram sintomas de toxidez apenas nas folhas

primárias do feijoeiro caracterizadas por pequenas manchas bruno avermelhadas

que não progrediram ao longo do tempo e não interferiram no crescimento das

plantas. A aplicação foliar de Ni aumentou os teores deste micronutriente em

ramos, folhas maduras, folhas jovens e vagens do feijoeiro ‘Princesa’, indicando

grande mobilidade deste micronutriente na planta, mas não alterou o teor de

uréia, indicando ausência de efeito sobre a atividade da enzima urease. A

produção de massa seca da parte aérea das plantas e os teores dos demais

nutrientes avaliados não foram afetados pela aplicação de Ni via foliar. As plantas

cultivadas no Argissolo apresentaram maior crescimento e maiores teores de K, B

e Cu em folhas maduras, folhas jovens e ramos e de Ca e Zn em folhas maduras

e ramos. No terceiro experimento foi utilizado o feijoeiro caupi [Vigna unguiculata

(L.) Walp] cv. IPA 206, que aos 26 DAS recebeu Ni via foliar de modo similar ao

segundo experimento. Aos 38 e 42 DAS foram feitas aplicações foliares com

solução contendo 10 g L

-1

de uréia p.a. no início da manhã utilizando a mesma

técnica empregada para o Ni. Aos 47 DAS foram coletadas as quatro plantas de

cada vaso. Foi feita a partição das plantas conforme procedimento adotado no

segundo experimento. Foram determinados os mesmos nutrientes listados no

segundo experimento. As doses de Ni aplicadas promoveram sintomas de toxidez

similares àquelas caracterizadas no segundo experimento. A aplicação foliar de Ni

aumentou os teores deste micronutriente em ramos, folhas maduras, folhas

jovens e vagens do feijoeiro caupi, indicando grande mobilidade deste

micronutriente na planta, mas não alterou o teor de uréia, indicando ausência de

efeito sobre a atividade da enzima urease. A produção de massa seca da parte

aérea das plantas e os teores dos demais nutrientes avaliados não foram

afetados pela aplicação de Ni via foliar. As plantas cultivadas no Argissolo

apresentaram maior crescimento e maiores teores de uréia e Cu em folhas

maduras; K e B em folhas maduras, folhas jovens e ramos e Zn em folhas

maduras e ramos.

ABSTRACT

Campanharo, Marcela. D.Sc.; Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy

Ribeiro; February 2010. Response of bean plant to nickel application. Advisor:

Prof. Pedro Henrique Monnerat.

In order to evaluate the response of the bean plant to nickel application through

leaves, three experiments were driven in greenhouse in Universidade Estadual do

Norte Fluminense Darcy Ribeiro, Campos of Goytacazes - RJ. Five nickel doses

were used (0, 20, 40, 60 and 100 mg L

-1

of Ni) and two soils (Typic

Quartzipsamment and a Tb dystrophic Red-Yellow Ultisol) in complete randomized

blocks design, with four repetitions. In the first experiment were cultivated five

plants by vase of the common bean plant (Phaseolus vulgaris L.) Pérola cv. and

the application of Ni was made through a manual sprinkler to the 25 days after the

sowing (DAS), aiming to wet the leaves completely up to the beginning of the

flowing. Toxicity symptoms were observed 36 hours after the application of Ni in

the young and mature fabrics with predominance and larger intensity in the mature

fabrics. The foliolum and/or mature leaves presented irregular and random grayish

stains initially in the limbo that in more advanced stadium coalesced and

necrosed. The leaves that were formed later didn't present toxicity symptoms and

maintained its growth. To the 33 and the 40 DAS it was applied to each treatment

a solution containing 10 g of urea L

-1

p.a., using the same procedure adopted with

Ni. An hour and a half after that urea application the aerial part of a plant of each

treatment was collected separating them in leaves and stem. That procedure was

xii

repeated 4, 10, 24 and 48 hours after the urea application for determination of the

contents of urea and nitrogen. It was determined the contents of P, K, Ca, Mg, S,

B, Zn, Cu, Mn, Fe, Cl and Ni in the leaves of the plants of the last collection. The

increase of the doses of Ni promoted decrease of the urea content, in the contents

of Mn and quick decrease in the content of N. It also provided increment of the

contents of Ni and didn't alter the absorption of P, K, Ca, Mg, S, B, Cu, Fe and Cl.

In the second experiment, it was used four plants by vase of the common bean

plant (P. vulgaris L.) Princesa cv. that to the 23 DAS received the leave application

of Ni done through a manual spray gagged to release about 170 L ha

-1

, in way to

simulate an automated application in the field. To the 38 and 42 DAS, in the

beginning of the morning, it was made leave applications with solution containing

10 g urea L

-1

p.a. using the same employed technique for Ni. To the 43 DAS the

four plants of each vase were collected at the development stadium R6. It was

made the partition of roots, branches, mature leaves (basal), young leaves

(apicals), green beans and nodules of the four plants of each vase to constitute

each sample. It was determined the urea contents, N; P; K; Ca; Mg; S; B, Zn, Cu,

Mn, Fe, Mo and Ni in the branches, mature leaves, young leaves and the contents

of Mo and Ni in green beans. The doses of applied Ni promoted toxicity symptoms

just in the primary leaves of the bean plant characterized by small stains polish red

that didn't progress by the time and didn't interfere in the development of the

plants. The doses of applied Ni didn't affect the urea contents and the mass dries

of the branches and leaves of the plants. They also provided increment of the

contents of Ni in the branches, leaves and green beans and didn't alter the

absorption of the other appraised nutrients. The plants cultivated in Ultisol

presented larger growth. In the third experiment the bean plant cowpea was used

[Vigna unguiculata (L.) Walp] cv. IPA 206 that to the 26 DAS it received Ni through

leaves from a similar way to the second experiment. To 38 and 42 DAS it was

made leave applications with solution containing 10 g urea L

-1

p.a. in the beginning

of the morning using the same employed technique for Ni. To the 47 DAS the four

plants of each vase were collected. It was made the partition of the plants as

procedure adopted in the second experiment. It was determined the same striped

nutrients in the second experiment. The doses of applied Ni promoted symptoms

of similar toxicity to those characterized in the second experiment. The foliar

application of Ni increased the contents of this micronutrient in stems, mature

xiii

leaves, young leaves and pods of bean cowpea, indicating high mobility of this

micronutrient in the plant, but didn’t alter the urea content, indicating lack of effect

on the urease enzyme activity. The dry mass of the shoots and the levels of other

nutrients were not affected by foliar application of Ni. Plants grown in Ultisol

showed higher growth and higher urea and Cu contents in mature leaves, K and B

in mature leaves, young leaves and twigs and Zn in mature leaves and branches.

1. INTRODUÇÃO

As questões relativas ao manejo de nutrientes e também a sua importância

requer a adoção de técnicas corretas no que se refere à fonte, dose, época de

aplicação dos fertilizantes, não somente por motivos econômicos e ambientais,

como também para o uso racional dos recursos não renováveis, dos quais,

depende a produção de alimentos (Fixen, 2009). Com isso, tem surgido a

preocupação com o uso dos micronutrientes no que se refere à deficiência e

toxidez em plantas (Gonçalves Júnior et al., 2004; Kirkby e Römheld, 2007).

Os micronutrientes assumem especial relevância para culturas da família

Fabaceae (leguminosa), que constituem uma das mais importantes famílias de

plantas para a agricultura, por ser uma das principais fontes de alimento para o

consumo humano, em especial nas zonas tropicais em desenvolvimento (Graham

e Vance, 2000). O Brasil se destaca no cenário mundial como maior produtor de

feijão (Phaseolus vulgaris L.) e, na safra de 2008/09, produziu 3.497.800

toneladas (Agrianual, 2010). Essa cultura tem grande importância sócio

econômica e é uma importante fonte protéica na dieta alimentar dos brasileiros,

sendo um dos alimentos mais consumidos no país.

A importância dos micronutrientes se dá pelo fato de algumas espécies

desta família, como o feijoeiro, possuírem habilidade de estabelecer simbiose com

microrganismos fixadores de nitrogênio atmosférico N

. Esse processo é

dependente de micronutrientes como Mo e Fe, que são componentes do

complexo enzimático da nitrogenase em microrganismo diazotróficos (Taiz e

Zeiger, 2004). Outro micronutriente importante nesse processo é o Ni,

considerado essencial às plantas superiores (Eskew et al., 1983; Eskew et al.,

1984; Brown et al., 1987a). Dentre os aspectos positivos do níquel para as

plantas, destacam-se a participação na estrutura e no funcionamento da enzima

urease (Brown et al., 1987b); no complexo enzimático hidrogenase (hidrogenase

de captação de hidrogênio), que reprocessa parte do gás hidrogênio gerado

durante a fixação biológica de nitrogênio por leguminosas (Klucas et al., 1983); e

a participação na síntese de fitoalexinas, que melhora a resistência das plantas às

doenças (Walker et al., 1985).

A quantidade de sistemas biológicos dependentes do níquel é muito menor

em relação a outros metais, tais como ferro, cobre e zinco. Porém, o pequeno

número de biomoléculas contendo níquel encontrado nos sistemas vivos é

compensado pela variedade de funções que estas moléculas desempenham

(Nakagaki et al., 2006).

O Ni é importante catalisador de muitas enzimas fundamentais em rotas

bioquímicas em vegetais, afetando a ciclagem de C e N e também dos

metabólitos secundários (Silva, 2006; Wood, 2007; Krajewska, 2009). São

conhecidas como níquel dependente as enzimas: urease, monóxido de carbono

desidrogenase, hidrogenase de níquel, metil coenzima M redutase, superóxido

dismutase, NiFe hidrogenases, acetil coenzima A sintase, RNase-A e,

provavelmente, muitas outras. O Ni é essencial às plantas, entretanto, sua função

nesses organismos ainda não é totalmente conhecida (Bai et al., 2006; Nakagaki

et al., 2006).

Somente os efeitos tóxicos e a capacidade de algumas espécies tolerarem

as altas concentrações de níquel em seus tecidos eram considerados até o final

da década de 80 (Malavolta e Moraes, 2007). A descoberta feita por Dixon et al.

(1975) que o Ni é um componente da enzima urease, que está presente em

muitas espécies de plantas, provocou interesse científico pela pesquisa referente

ao papel do Ni em plantas superiores. As leguminosas de clima tropical usam

ureídeos como transportadores de nitrogênio e, estes, são hidrolisados formando

uréia que é degradada a amônia durante a reação em que o Ni catalisa a enzima

urease (Epstein e Bloom, 2006). Dessa forma, são necessárias mais informações

no que se refere ao Ni na adubação de plantas, na busca de uma melhor

compreensão da resposta das plantas à aplicação desse micronutriente,

informações estas ainda pouco relatadas na literatura.

A proposta deste trabalho foi verificar a resposta dos feijoeiros comuns

(Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola e Princesa e feijoeiro caupi [Vigna unguiculata

(L.) Walp.] cv. IPA 206 a doses de níquel e tipos de solo, quanto à hidrólise da

uréia aplicada via foliar, composição mineral e crescimento.

2. REVISÃO DE LITERATURA

2.1. Origem geoquímica do níquel

O níquel é o 24º metal em abundância na crosta terrestre e sua

concentração média é de 75 mg kg

-1

. Tem como principal origem geoquímica as

rochas magmáticas (máficas e ultramáficas), sendo comumente encontrado em

rochas serpentinizadas ou serpentinitos. De caráter ultramáfico, que apresentam

mais de 70% de minerais máficos (ferromagnesianos), os serpentinitos possuem

uma mineralogia pobre em sílica e alumínio, portanto, são muito enriquecidos em

Mg e em alguns metais como Cr, Ni e Co (Souza, 2003; Vidal-Torrado et al.,

2006).

As serpentinas são formadas em condições de temperatura e pressão mais

próximas da superfície, o que lhes confere maior estabilidade em relação aos

demais minerais primários intemperizáveis. O intemperismo mobiliza o níquel sob

a forma de silicato hidratado e o concentra em fissuras da rocha em processo de

alteração, próximas da superfície. Os minerais de níquel são: os sulfetos milerita e

pentlandita (FeNi

), que se apresentam associados a outros sulfetos metálicos

em rochas básicas, frequentemente acompanhados de cobre e cobalto; a

garnierita ou silicato hidratado de níquel e magnésio (de cor verde maçã) se

encontra associado às rochas básicas (peridotitos), que concentram-se por

processos de intemperismo (Silva, 2001).

O nome serpentina define o subgrupo de minerais filossilicatos 1:1

trioctaedrais preenchidos por cátions diversos, como Mg

, Fe

, Mn

, Zn

e Al

(Vidal-Torrado et al., 2006).

2.2. Aplicações do níquel na indústria

O níquel é um metal de transição, branco-prateado, dúctil, maleável, com

densidade 8,908 g cm

-3

, número atômico 28, massa atômica 58,68, que pertence

ao grupo 10 (VIII B) da tabela periódica. Sua forma elementar apresenta cor

branca prateada com tons amarelos. É mais duro que o ferro e é mau condutor de

calor e eletricidade, porém forma ligas metálicas com diversas utilidades na

indústria (Silva, 2001; Firme, 2005).

O metal é muito usado sob a forma pura para fazer a proteção de peças

metálicas, pois oferece grande resistência à oxidação e à corrosão. Suas

principais aplicações são em ligas ferrosas e não-ferrosas para consumo no setor

industrial, em material militar, em moedas, em transporte/aeronaves, em

aplicações voltadas para a construção civil e em diversos tipos de aços especiais,

altamente resistentes à oxidação, como os aços inoxidáveis, bem como em ligas

para fabricação de imãs. O óxido de níquel é usado como catalisador em diversos

processos industriais e, dos sais, o sulfato é o mais empregado, destinando-se a

banhos para niquelagem, que é realizado à partir da galvanoplastia usando

banhos de sais de níquel (Silva, 2001; Souza, 2003).

2.3. Níquel na agricultura

2.3.1. Níquel no solo

A disponibilidade de Ni para as plantas é regulada, em grande parte, pelas

reações de adsorção que ocorrem entre micronutriente e as superfícies sólidas do

solo. Essas reações são influenciadas pela umidade, pH, capacidade de troca de

cátions, teor de argila e matéria orgânica no perfil, superfície específica, teor de

óxidos, condições de oxidação/redução, adição de fertilizantes e absorção pelas

plantas. A característica que mais influencia a distribuição do Ni entre a fase

sólida e a solúvel do solo é o pH, sendo a disponibilidade de Ni inversamente

relacionada com essa propriedade. Solos com pH menor que 5,5 apresentam

maior disponibilidade de Ni, enquanto a matéria orgânica diminui a sua

disponibilidade para as plantas devido a formação de quelatos orgânicos (Mishra

e Kar, 1974; Pombo et al., 1989; Mattiazo-Prezzoto, 1994; Berton, 1997; Berton et

al., 2006; Teixeira et al., 2005).

O Ni ocorre em vários estados de oxidação (-1) a (+4), sendo o (+2) o

estado mais comum e estável. A maioria dos micronutrientes metálicos como o Ni

na solução do solo não se encontra na forma iônica livre e sim complexado na

matéria orgânica por ligações orgânicas e inorgânicas ou na forma de cátions,

sendo adsorvidos pelas cargas da superfície dos colóides (Souza, 2003;

Centurión Maciel, 2003). Piccini (1990), ao trabalhar com dois solos, Latossolo

Roxo distrófico e Terra Roxa Estruturada, verificou após a aplicação de calcário,

que o teor de Ni extraível com extrator DTPA diminuía e ocorria redução do efeito

tóxico de altas doses desse micronutriente para o feijoeiro.

Os teores de níquel em solo natural obtidos por Gabos (2008) em

Latossolo Vermelho distrófico em Campinas foi <0,01 mg dm

-3

em profundidade 0-

20 cm e 0,04 mg dm

-3

em profundidade 20-40 cm. O valor de referência de

qualidade (concentração de determinada substância no solo que o define como

limpo) para o Ni é 13 mg kg

-1

de solo (massa seca) e o de prevenção

(concentração de determinada substância, acima da qual podem ocorrer

alterações prejudiciais à qualidade do solo) é 30 mg kg

-1

de solo (massa seca)

(Cetesb, 2006).

As concentrações de Ni nos solos variam e são dependentes do material

de origem. O Ni pode ser incorporado aos solos a partir de emissões atmosféricas

provenientes da combustão do petróleo (combustíveis e óleos), combustão do

carvão, fundição e mineração. Fertilizantes fosfatados e corretivos possuem uma

pequena quantidade de Ni em sua composição, sendo a adição máxima anual de

metais ao solo por meio de fertilizantes, permitida no Estado de Washington, EUA

0,800 kg ha

-1

ano

-1

(Rodella, 2005). O lodo de esgoto também possui

concentração geralmente elevada de Ni, porém pode variar conforme a

procedência (Reis, 2002; Souza, 2003; Firme, 2005). O limite máximo de Ni

admitido em fertilizantes orgânicos é 70 mg kg

-1

para serem produzidos,

importados ou comercializados (MAPA, 2006).

O Ni é um micronutriente que ocorre associado a carbonatos, fosfatos e

silicatos, sendo estável em solução, e capaz de migrar por longas distâncias. Sua

distribuição está ligada a matéria orgânica, óxidos amorfos e frações de argila,

sendo que a matéria orgânica possui a capacidade de adsorver o Ni e torná-lo

imóvel (Berton, 1997).

2.3.2. Níquel na planta

Até a década de 80 o Ni não era considerado essencial para as plantas,

sendo o foco dos seus estudos voltado para o seu efeito tóxico (Galdos et al.,

2004, Maldonado, 2005; Kopittke et al., 2007). Procurava-se entender como

plantas hiperacumuladoras de Ni eram capazes de tolerar as altas concentrações

desse elemento (Zeitouni, 2003; Ingle et al., 2005).

As plantas absorvem o Ni na forma de cátion divalente Ni

, sendo o seu

teor na solução do solo muito pequeno, ainda que possa ser mais abundante nos

solos onde ocorrem serpentinas. A mobilidade no floema é alta: durante o

processo de senescência, até 70% do Ni acumulado na parte aérea pode

deslocar-se para as sementes (Zeitouni, 2003). Um estudo da partição de

nutrientes nas folhas, lenho e flores de citrus cv. Natal mostrou que o Ni é o

micronutriente em maior proporção nas flores (Malavolta et al., 2006).

Relatos de que adições de Ni refletem em desenvolvimento das plantas

sob condições experimentais controladas indicam que a deficiência de Ni afeta o

crescimento de plantas e seu metabolismo. Estes incluem efeitos no (a)

crescimento das plantas, (b) senescência das plantas, (c) metabolismo de N e (d)

captação de Fe (Brown et al., 1987a).

A descoberta feita por Dixon et al. (1975) que o Ni é um componente da

enzima urease que está presente em muitas espécies de plantas provocou

interesse científico pela pesquisa referente ao papel do Ni em plantas superiores.

Desde então, tem-se obtido respostas de plantas a aplicações de Ni sob

condições de campo com a nogueira pecan (Wood et al., 2004a,b,c), com

abobrinha zucchini, arroz, tomate, cedro e umbuzeiro crescidos em soluções

nutritivas (Gerendás e Sattelmacher,1997; 1998; Tan et al., 2000; Paiva et al.,

2002; Neves et al., 2007) e com a soja em meios de cultura de tecido utilizando a

uréia como fonte de nitrogênio exclusivamente (Polacco, 1977).

Ao estudarem efeito do Ni em cevada, Brown et al. (1987a) afirmaram que

as plantas não podem completar seu ciclo de vida sem o suprimento adequado de

Ni e concluíram que ele satisfaz os requerimentos para ser classificado como

micronutriente para plantas superiores. Neste estudo, avaliaram-se três gerações

de plantas de cevada, cultivadas em solução nutritiva purificada, com ou sem Ni,

em que as sementes obtidas na primeira geração foram colocadas para germinar

e crescidas novamente em solução com ou sem Ni. As sementes da terceira

geração foram colocadas para germinar, observou-se que aquelas crescidas nas

gerações anteriores, na ausência de Ni, não apresentaram viabilidade, estando o

percentual de germinação relacionado com o teor de Ni nas sementes. Verificou-

se que as taxas de germinação dos grãos dependem dos níveis de Ni fornecidos

às plantas-mãe e que as plantas cultivadas sem Ni na solução nutritiva

produziram sementes com percentagem de germinação próxima de zero, e que

as plantas cultivadas com 1,0 µmol L

-1

de Ni na solução nutritiva produziram

sementes com percentagem de germinação superior a 95%.

Considerando-se que o Ni tem função direta na germinação de sementes,

que na sua ausência esta é comprometida e que ele não pode ser substituído por

outro nutriente, fez-se necessário o reconhecimento de sua essencialidade

(Brown et al., 1987a). Posteriormente, na publicação de Marschner (1995), ele foi

incluído na lista dos micronutrientes de plantas e Raven et al. (2001) e Taiz e

Zeiger (2004) também apresentam-no como micronutriente.

Na cultura do arroz, Gerendás et al. (1998) verificaram que o crescimento

das plantas que receberam NH

não foi afetado pela aplicação do Ni. Porém,

nas plantas cultivadas com uréia e baixas doses de Ni, o crescimento foi reduzido

e houve acúmulo de uréia, pelo comprometimento da atividade da urease. Essas

plantas também apresentaram reduzido teor de aminoácidos, mostrando

complicações no metabolismo do nitrogênio. Tan et al. (2000) observaram que os

teores de nitrogênio total em folhas de tomateiro adubadas com uréia

aumentaram com a aplicação de Ni.

Além das raízes, o Ni pode ser absorvido pelas folhas e translocado para

outros órgãos da planta, como resultados observados em folhas de aveia, soja,

tomate e berinjela pulverizadas com soluções contendo Ni. Plantas de algodoeiro

pulverizadas com uma solução contendo Ni (234,8 mg L

-1

) na forma de

NiSO

.6H

O apresentaram aumento no número de gemas e de flores, na

velocidade de crescimento das maçãs e no teor de óleo das sementes (Andreeva,

2001, citado por Seregin e Kozhevnikova, 2006).

Aplicações de baixas doses de Ni podem ser benéficas para o

desenvolvimento das plantas (Brown et al., 1987a). Neves et al. (2007)

verificaram resposta positiva das mudas de umbuzeiro às menores doses de Ni

na solução nutritiva, enquanto nas maiores concentrações as mudas acumularam

menos massa seca, indicando efeito tóxico.

Existe alta variabilidade entre as espécies vegetais quanto à capacidade de

concentrar Ni em seus tecidos. Mishra e Kar (1974) verificaram, em ensaios

utilizando-se solução nutritiva, que o Ni é tóxico às plantas em níveis de 1 a 300

mg kg

-1

na massa seca dependendo da espécie. Doses acima de 30 mg kg

-1

de Ni

afetaram negativamente os teores foliares de Mn e Zn na massa seca do feijoeiro

e de Mg, Mn e Zn no arroz. A dose de 120 mg kg

-1

de Ni na forma de

Ni(NO

)

.6H

O aplicada via solo afetou negativamente somente o teor foliar de Ca

para ambas as culturas (Piccini e Malavolta, 1992). Marschner (1995) afirmou que

valores superiores a 10 mg kg

-1

de Ni na massa seca podem ocasionar toxidez

para a maioria das culturas. No entanto, Paiva (2000) afirmou que a toxidez de Ni

se expressa quando sua concentração na massa seca das plantas é superior a 50

mg kg

-1

, com exceção das espécies hiperacumuladoras.

Entre as espécies hiperacumuladoras, também ocorre grande variação da

concentração de Ni na massa seca das plantas. Concentrações de Ni em folhas

de Alyssum serpyllifolium subsp. lusitanicum oscilaram entre 1.800 e 31.200 mg

-1

dentro de uma mesma população (Kidd et al., 2007). Liu et al. (2003)

observaram concentrações médias que variaram entre 4.200 e 20.400 mg kg

-1

Ni em folhas de A. murale e A. corsicum, respectivamente. Variações similares

(entre 4.000 e 21.000 mg kg

-1

) foram encontradas também em diferentes

populações de A. bertolonii (Galardi et al., 2007).

Em condições de deficiência de Ni, plantas de cevada não produzem

sementes viáveis devido a um desarranjo no processo de enchimento e

maturação após a formação das sementes (Brown et al., 1987a). Em plantas de

nogueira pecan (Carya illinoinensis), o sintoma de deficiência é chamado “orelha-

de-rato” e é conhecido nos Estados Unidos desde 1918: A ponta das folhas novas

fica arredondada e, com pontos escuros, o limbo se encurva, tornando-as

parecidas com a orelha do roedor. As folhas ficam pequenas com clorose

marginal, há senescência prematura, produção diminuída de sementes e folhas e

a madeira fica quebradiça. Esses sintomas chegaram a ser diagnosticados como

dano devido ao frio da primavera antes da abertura das gemas. Depois foi

atribuído a um vírus, à deficiência de Mn ou de Cu. Em 2004 foi descoberto que

este sintoma é resultado da severa deficiência de Ni (Wood et al., 2004a,b,c), pois

os solos dos pomares de nogueira pecan, onde ocorreu deficiência severa,

apresentaram de 0,4 a 1,4 kg ha

-1

de Ni (Wood et al., 2004c).

A deficiência de Ni impede a ação da enzima urease (uréia amidohidrolase)

(Dixon et al., 1975) causando acúmulo de uréia, o que causa manchas necróticas

nas folhas em pontos de acumulação de uréia ou dos ácidos oxálico e lático, o

que indica também mudanças no metabolismo do carbono, em particular

diminuição na respiração. Com isso, o metabolismo de ureídeos, aminoácidos e

de ácidos orgânicos é perturbado e os ácidos oxálico e málico se acumulam (Bai

et al., 2006).

2.3.2.1. Importância do níquel para o feijoeiro

As leguminosas constituem uma das mais importantes famílias de plantas

para a agricultura (Vance et al., 1988), sendo uma das principais fontes de

alimento para consumo humano, em especial nas zonas tropicais em

desenvolvimento (Graham e Vance 2000).

O Ni possui importante participação na assimilação do nitrogênio em

plantas, principalmente as dependentes da fixação simbiótica do N

, como as

leguminosas, pois estimula a atividade da hidrogenase em bacteróides nos

nódulos formados nas raízes dessas plantas (Klucas et al., 1983). Walker et al.

(1985), em trabalho realizado com caupi [Vigna unguiculata (L.) Walp], sugeriram

que, o Ni é ativador de metaloenzimas e participa do metabolismo do nitrogênio

em leguminosas durante a fase reprodutiva e de crescimento. Essas enzimas

estão envolvidas em reações de oxidação-redução (por isso pertencem à classe

das óxido-redutases), conhecidas por possuírem agregados constituídos por

átomos de Fe e S, como é o caso da nitrogenase e da hidrogenase (Iniguez et al.,

2004; Taiz e Zeiger, 2004). A redução do N

a NH

se dá pela ação da enzima

nitrogenase (Hungria e Vargas, 2000), que tem sua eficiência aumentada pela

atividade da hidrogenase em o que níquel é essencial com suas funções

catalíticas (Klucas et al., 1983; Marschner, 1995).

A fixação biológica de nitrogênio desempenha papel importante no aporte

de nitrogênio aos sistemas agrícolas por reduzir enzimaticamente o N

em amônia

(NH

), forma metabolicamente utilizável pela maior parte dos organismos. Para

evitar a toxidade da amônia, os microrganismos diazotróficos convertem-na

rapidamente em formas orgânicas nos nódulos das raízes, antes de serem

transportadas pelo xilema para a parte aérea. As leguminosas podem ser

divididas em exportadoras de amidas ou exportadoras de ureídas, com base na

composição da seiva do xilema (Thomas e Sodek, 2006). Os ureídeos

desempenham papel essencial na principal forma de transporte de nitrogênio em

leguminosas tropicais. Foram descobertos em sementes secas de feijão de

vagem e também pelo aumento na concentração de ureídeos nos cotilédones e

extremidades da radícula e gancho apical no momento da germinação, o que

indica que há armazenamento de nitrogênio durante o desenvolvimento de

vagens e grãos (Quiles et al., 2009).

As amidas (principalmente os aminoácidos asparagina e glutamina) são

exportadas por leguminosas de regiões temperadas, tais como ervilha (Pisum

sativum L.), trevo (Trifolium sp.), fava (Vicia faba L.) e lentilha (Lens esculenta

Moench). As ureídas são exportadas por leguminosas de origem tropical, tais

como a soja (Glycine max L.), feijão comum (P. vulgaris L.), amendoim (Arachis

hypogea L.) e o feijão caupi [V. unguiculata (L.) Walp]. Os três principais ureídeos

são: ácido alantóico, alantoína e citrulina. Esses compostos são liberados no

xilema e transportados para a parte aérea, onde é necessário que o ureídeo seja

degradado para que a planta utilize o produto de sua degradação. A liberação do

N ureídico é um processo inteiramente dependente da enzima urease (Polacco et

al., 1985; Marenco e Coelho Netto, 1994), isso porque o ureídeo é hidrolisado,

formando uréia, e esta é degradada a amônia que é catalisada pela enzima

supracitada, conforme a reação:

23222

CO+2NHOH+)CO(NH

→

Os ureídeos transportados a partir do xilema são intensamente

metabolizados para outras formas nitrogenadas antes de serem translocados da

seiva floemática para as partes vegetativas (Marenco e Coelho Netto, 1994). A

uréia, ao ser degradada em amônia, é rapidamente convertida a amônio e entra

na rota de assimilação do nitrogênio na planta (Taiz e Zeiger, 2004).

Apesar de o Ni ser importante no metabolismo do N em leguminosas, o

feijoeiro é considerado bastante sensível a doses de Ni em relação a outras

culturas. Sua produção é reduzida significativamente quando os teores foliares de

Ni estão acima de 40 mg kg

-1

, bem como há efeito negativo nos teores de clorofila

total, devido a menor absorção de Mg pelas plantas provocadas pelas altas doses

de Ni (Piccini, 1990).

O Ni se acumula em maior quantidade nas folhas do feijoeiro que nos

ramos, nos tecidos mais jovens e nos grãos (Hunter e Vergnano, 1952). Na parte

aérea do feijoeiro, Wallace et al. (1977a) obtiveram 2 a 5 mg kg

-1

e, em plantas de

arroz, Wallace et al. (1977b) obtiveram teores que variaram de 2 a 20 mg kg

-1

. No

entanto, Vanselow (1951) observou, em folhas novas de citrus, os teores 28 e 55

mg kg

-1

de Ni e em folhas maduras 40 e 140 mg kg

-1

de Ni quando aplicados 25 e

75 mg kg

-1

de Ni no solo, respectivamente, já Cottenie et al. (1979) afirmaram que

a concentração interna de 8 mg kg

-1

na massa seca de azevém (Lolium perenne)

é um resultado normal e valores acima de 80 mg kg

-1

podem provocar

toxidez.

Os sintomas de toxidez de Ni em feijoeiro são clorose internerval e

pequenos pontos irregulares necróticos, ligeira pigmentação bruno avermelhada

nas folhas primárias e diminuição no crescimento da parte aérea e raízes (Piccini,

1990). A fase inicial da toxidez provocada pelo Ni não está totalmente definida,

porém nas fases moderadas e agudas a toxidez produz clorose, geralmente

semelhante aos sintomas de deficiência de Fe (Berton et al., 2006).

Em cereais, as cloroses são brancas ou amarelo-claro, podendo se

apresentar na forma de estrias nas folhas. Nas plantas dicotiledôneas, aparecem

manchas cloróticas entre as nervuras das folhas, semelhantemente à deficiência

de Mg. Liu e Wang (1993), citados por Berton (2006), verificaram a toxidez de Ni

em arroz e milho e concluíram que houve redução de produção com as doses de

Ni entre 14 e 403 mg kg

-1

de solo, sendo esse efeito mais acentuado para o milho.

Piccini e Malavolta (1992) avaliaram a toxidez de Ni em diferentes cultivares de

feijão, utilizando solução nutritiva. A produção de feijão foi inversamente

proporcional à concentração de Ni na solução. Na dose máxima, 4 mg L

-1

de Ni

em solução, as cultivares não produziram sementes. Houve queda na

produtividade de arroz e feijão cultivados em vasos quando a dose de Ni foi

superior a 30 mg kg

-1

de solo. A toxidez de Ni nas plantas é resultado de sua ação

no fotossistema, causando distúrbios no ciclo de Calvin e inibição do transporte

elétrico por causa das quantidades excessivas de ATP e NADPH acumuladas

pela ineficiência das reações de carboxilação da fotossíntese (Krupa et al., 1993).

3. TRABALHOS

3.1. EFEITO DO NÍQUEL NA HIDRÓLISE DA URÉIA, CRESCIMENTO E

COMPOSIÇÃO MINERAL DO FEIJOEIRO CULTIVADO EM ARGISSOLO E

NEOSSOLO

RESUMO

A descoberta de que o Ni é um componente da enzima urease, presente em

muitas espécies de plantas, provocou interesse científico pela pesquisa referente

ao papel do Ni em plantas superiores. Desta forma, o objetivo neste trabalho foi

verificar o efeito de doses de Ni na hidrólise da uréia aplicada via foliar, no

crescimento e na composição mineral do feijoeiro comum ‘Pérola’ cultivado em

dois solos. O experimento foi conduzido em casa de vegetação na Universidade

Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, utilizando-se o esquema fatorial 5 x

2 no delineamento em blocos casualizados, com quatro repetições. Os

tratamentos foram constituídos de cinco concentrações de níquel (0; 20; 40; 60 e

100 mg L

-1

Ni) na forma de - NiCl

.6H

O via foliar e dois solos, Neossolo

Quartzarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb. Os teores

de uréia no tecido foliar diminuíram em resposta ao aumento das doses de Ni e

do tempo após a aplicação de uréia, indicando aumento da atividade da enzima

urease. O aumento das doses de Ni aplicadas nas folhas do feijoeiro promoveu

redução dos teores foliares de N orgânico e de Mn, mas não afetou os teores dos

demais nutrientes, com exceção do Ni, que sofreu aumento; não alterou o

crescimento das plantas, embora tenha causado, inicialmente, sintomas de

toxidez nas folhas. Os teores de P, K, Mg, Cl, B, Fe, Ni e Zn foram maiores no

Argissolo; os de N, Ca, S e Mn não diferiram do Neossolo.

Palavras-Chave: Phaseolus vulgaris L. Cloreto de níquel. Urease.

EFFECT OF NICKEL ON THE UREA HYDROLYSIS, GROWTH AND MINERAL

COMPOSITION OF BEAN PLANT CULTIVATED IN ULTISOL AND QUARTZ

ABSTRACT

The finding that Ni is a component of the urease enzyme, present in many plant

species, has caused scientific interest in research on the role of Ni in higher

plants. Thus, the objective of this study was to determine the effect of doses of Ni

in the urea hydrolysis applied to leaves on growth and mineral composition of

common bean 'Pérola' grown in two soils. The experiment was carried out in a

greenhouse at Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro. The

experiment was performed in a 5 x 2 factorial scheme in a randomized block

design with four replications. The treatments consisted of five nickel

concentrations (0, 20, 40, 60 and 100 mg L

-1

Ni) to form - NiCl

.6H

O foliar and

two soils, Typic Quartzipsamment and a Tb dystrophic Red-Yellow Ultisol. The

urea contents in the leaves decreased in response to increasing doses of Ni and

time after application of urea, indicating increased activity of the urease enzyme.

Increasing doses of Ni applied in bean leaves induced a reduction from the leaf

organic N and Mn, but did not affect the levels of other nutrients, except Ni, which

has increased, didn’t alter plant growth, although caused, initially, toxicity

symptoms on leaves. The contents of P, K, Mg, Cl, B, Fe, Ni and Zn were higher in

the Ultisol; N, Ca, S and Mn didn’t differ from Quartz.

Key words: Phaseolus vulgaris L. Nickel chloride. Urease.

1. INTRODUÇÃO

A uréia é caracterizada por ser um dos fertilizantes sólidos granulados com

maior concentração de nitrogênio (45%). É considerada como um dos mais

importantes fertilizantes nitrogenados, devido ao seu baixo custo relativo, alta

solubilidade em água e pela boa assimilação dos produtos de sua hidrólise pelas

plantas. É indicada para adubação foliar por causar menos injúrias nas folhas em

relação às outras fontes de N, se comparadas soluções com concentrações

equivalentes (Witte et al., 2002).

Para que a uréia presente na planta seja assimilada é necessário que seja

degradada. A hidrólise da uréia é realizada pela enzima urease uma

metaloenzima níquel-dependente, que catalisa a hidrólise da uréia em amônia e

, é produzida por fungos, bactérias e plantas, mas não por animais (Fatibello-

Filho e Vieira, 2002; Longo e Melo, 2005). O amônio então derivado da uréia é

assimilado nos aminoácidos glutamina e glutamato, os quais servem para

translocar nitrogênio orgânico de fontes para drenos (Lam et al., 1996).

A urease (uréia amidohidrolase) foi a primeira enzima a ser cristalizada,

sendo descoberta por Sumner em 1926. A caracterização feita por Dixon et al. em

1975 que o Ni é um componente da enzima urease, presente em muitas espécies

de plantas, provocou interesse científico pela pesquisa referente ao papel do Ni

em plantas superiores. Desde então, tem-se obtido respostas de plantas a

fertilização com Ni sob condições de campo (Wood et al., 2004), em soluções

nutritivas (Gerendás e Sattelmacher, 1998; Tan et al., 2000; Neves et al., 2007)

ou em meios de cultura de tecido fornecidas com uréia como fonte de nitrogênio

exclusivamente (Polacco, 1977).

Em plantas, a urease está presente de forma abundante na semente e em

menor proporção nos demais órgãos da planta. O papel fisiológico das ureases

ainda não foi totalmente elucidado. Tem sido proposto que as ureases vegetais

desempenham um papel na germinação das sementes, na defesa contra

fitopatógenos e na assimilação do nitrogênio pelas plantas (Sirko e Brodzic,

2000).

Plantas de soja (Glycine max L.) não supridas de Ni e dependentes de

fixação de N

ou supridas com N-NO

e N-NH

acumularam concentrações

extremamente altas de uréia nas extremidades de seus folíolos, que se tornaram

necróticos devido à baixa atividade da urease no interior das folhas. Quando o Ni

foi intencionalmente fornecido a 1 lg L

-1

, a uréia não se acumulou nas folhas e

não houve necrose (Eskel et al., 1983; Eskew et al., 1984), pois o níquel ativou a

enzima urease que degradou a uréia presente no tecido.

Estrategicamente, plantas de bromélias também desenvolveram uma forma

de usufruir da uréia, sendo esta proveniente da urina de anfíbios e de

excrementos de aranhas nessas plantas. Na presença de uréia, a bromélia

(Vriesea gigantea Gaudich) libera urease para o “tanque” (imbricamento de suas

folhas) e em seguida absorve o amônio produzido pela reação, que é então

processado por enzimas internas. A enzima que possuir maior avidez pelo amônio

irá metabolizá-lo. A glutamina sintetase dessa bromélia tem alta afinidade pelo

amônio, mas a bromélia também absorve a molécula da uréia inteira de maneira

muito mais eficiente do que se observa com outras substâncias nitrogenadas e,

desta forma, a utiliza no seu metabolismo (Inselsbacher et al., 2007). Em pepino,

a adição de 0,5 mg L

-1

de Ni à solução nutritiva aumentou a produção e qualidade

dos frutos e a atividade da redutase do nitrato em plantas que receberam uréia

como fonte de nitrogênio. Os aumentos de crescimento e produção foram

atribuídos aos incrementos na fotossíntese, concentração de N e na atvidade da

redutase do nitrato (Tabatabaei, 2009).

Considerando a participação do níquel na assimilação do nitrogênio pelas

plantas, o objetivo neste trabalho foi verificar o efeito de doses de níquel no

crescimento, composição mineral e na hidrólise da uréia aplicada via foliar no

feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola, cultivado em dois solos.

2. MATERIAL E MÉTODOS

O experimento foi conduzido em casa de vegetação na Universidade

Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, localizada em Campos dos

Goytacazes - RJ (Latitude= 21º19’23”; Longitude= 41º10’40”; Altitude= 14m), no

período de 20/09/2008 a 30/10/2008.

O delineamento experimental adotado foi o de blocos casualizados em

arranjo fatorial 5 x 2, sendo cinco doses de níquel (0; 20; 40; 60 e 100 mg L

-1

Ni, aplicados via foliar na forma de cloreto de níquel hexahidratado) e dois solos,

Neossolo Quartzarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb

com quatro repetições. A unidade experimental foi constituída por um vaso com

capacidade de 5 kg de solo na base seca com cinco plantas. Para as análises de

uréia e de N foi considerado o esquema fatorial 5 x 2 x 5, em que considerou-se

também cinco tempos de coleta (1,5; 4; 10; 24 e 48 horas) após a aplicação foliar

de uréia.

Os solos utilizados foram coletados em profundidade de 0-20 cm,

destorroados e passados em peneira com malha de 6 mm de diâmetro (Tabelas 1

e 2).

Tabela 1. Características químicas de um Neossolo Quartizarênico Órtico típico e

de um Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb, Campos dos Goytacazes - RJ,

2008

pH CE P K Ca Mg Al H+Al

O 1:2,5 lS ------ mg kg

-1

------ ----------------- mmol

-1

-----------------

Neossolo 5,03 79 136 67 39,4 3,9 1,5 36,7

Argissolo 5,62 120 19 180 98,6 13,4 0,5 35,1

Na B Mo Mn Zn Cu Fe Ni

--------------------------------------------- mg kg

-1

---------------------------------------------

Neossolo 0,04 0,1 0,027 13,9 1,2 0,73 47,1 0,12

Argissolo 0,41 0,51 0,021 38,1 3,8 0,59 86,9 0,23

S C MO T t V SB m

mg kg

-1

g kg

-1

g kg

-1

---- mmol

-1

----

mmol

-1

Neossolo 3,77 8,6 14,9 82 47 55 45 3,22

Argissolo 4,60 13,5 23,6 152 118 77 117 0,42

Tabela 2. Características físicas de um Neossolo Quartizarênico Órtico típico e de

um Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb, Campos dos Goytacazes - RJ,

2008

Areia Silte Argila

Solos

--------------------------------- g kg

-1

---------------------------------

Neossolo 937 20 43

Argissolo 552 68 380

Foi utilizado como material propagativo, sementes de feijoeiro comum

(Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola proveniente de Viçosa-MG. A semeadura foi

realizada no dia 20/09/2008. Foram semeadas doze sementes por vaso, que

continham em média 2,28 mg kg

-1

de Ni. Dez dias após a semeadura (DAS) foi

feito o desbaste, mantendo-se cinco plantas mais vigorosas em cada vaso.

Vinte e cinco DAS no estádio de desenvolvimento V

(fase vegetativa em

que a terceira folha trifoliada estava totalmente expandida e a planta iniciava a

ramificação) as doses de níquel foram aplicadas via foliar, por meio de um

borrifador manual, visando molhar as folhas completamente, mas evitando o

escorrimento. Foi adicionado a cada solução de níquel o espalhante adesivo

Adesil

na proporção de 0,2 mL por litro.

Foi realizada uma aplicação foliar (33 DAS) com uréia p.a. (solução

contendo 10 g L

-1

de uréia) utilizando o mesmo procedimento adotado com o Ni.

Aos 40 DAS, no início da manhã, efetuou-se nova aplicação foliar de uréia e em

seguida iniciou-se a coleta da parte aérea de uma planta de cada tratamento 1,5;

4; 10; 24 e 48 horas após essa última aplicação de uréia.

Separaram-se ramos e folhas de cada planta. Em seguida, esse material

foi seco em estufa de circulação forçada de ar a 72ºC, durante 48 horas, para

determinação da massa seca de ramos e de folhas, depois foi moído em moinho

tipo Willey, usando peneira de 20 mesh e acondicionado em recipientes plásticos

herméticos para posterior determinação dos teores de uréia e N no tecido foliar

em todos os tempos de coleta e P, K, Ca, Mg, S, B, Zn, Cu, Mn, Fe, Cl e Ni no

tecido foliar no tempo 48 h.

Os teores de uréia foram determinados no tecido foliar seco e moído pelo

método enzimático colorimétrico descrito a seguir:

Preparo das soluções:

Solução A - Adicionar 10 g de salicilato de sódio e 0,025g de nitropussiato

de sódio em becker, diluir e transferir para balão volumétrico com capacidade de

100 mL. Completar o volume com água desionizada, agitar e armazenar em

frasco âmbar. Essa solução pode ser mantida sob refrigeração entre 2 e 8ºC com

validade de 12 meses.

Solução B - Adicionar 5 mL de hipoclorito de sódio a 5% e 2g de hidróxido

de sódio em balão volumétrico com capacidade de 100 mL. Completar o volume

com água desionizada e agitar para homogeneizar.

Solução C - Adicionar 0,0122g da enzima urease liofilizada (EC 3.5.1.5) 50

unidades mL

-1

em tubo de ensaio de 15x100mm. Diluir e completar o volume para

10 mL em balão volumétrico.

Solução padrão estoque - No preparo da solução padrão estoque de

uréia (2500 lmol L

-1

) adicionar 150,15 mg

de uréia p.a. em becker com

capacidade de 250mL, diluir com água desionizada, transferir para balão

volumétrico com capacidade de 1000 mL. A partir dessa solução, preparar os

padrões da curva 250; 500; 1000; 1500 e 2000 lmol L

-1

(Tabela 3).

Tabela 3 - Volumes da solução padrão estoque empregados para a preparação

da curva padrão para determinação da uréia em tecido vegetal

Uréia Solução Estoque* H

O Volume Final

lmol L

-1

mg L

-1

mL mL mL

0 0 0 10 10

250 15,015 1,0 9,0 10

500 30,030 2,0 8,0 10

1000 45,045 4,0 6,0 10

1500 60,060 6,0 4,0 10

2000 120,12 8,0 2,0 10

*Solução Estoque de uréia 2500 lmol L

-1

Etapas:

1. Transferir 100 mg de massa seca de planta moída para tubo de ensaio

de 15x100mm previamente identificados.

2. Adicionar 10 mL de água desionizada em cada amostra, inclusive o

branco.

3. Manter em banho maria a temperatura de 45

C durante 60 minutos.

4. Retirar as amostras do banho maria, agitar manualmente e filtrar,

inclusive o branco.

5. Transferir para tubo de ensaio de 15x100mm 100lL dos padrões da

curva e adicionar 1800lL de água desionizada.

6. Transferir para tubo de ensaio de 15x100mm 100 lL do extrato vegetal e

do branco e adicionar 1800 lL de água desionizada.

7. Adicionar em cada amostra 100 lL da solução C e manter em banho

maria a 40

C durante 40 minutos. O volume de cada amostra nessa etapa é 2 mL.

8. Retirar as amostras do banho maria e adicionar em cada uma delas 500

lL da solução A e 500 lL da solução B e retornar ao banho maria por mais 15

minutos.

9. Retirar as amostras do banho maria e adicionar em cada uma delas 2

mL de água desionizada e agitar para homogeneizar. O volume final de cada

amostra é 5 mL.

10. Proceder a leitura da absorbância em espectrofotômetro colorimétrico,

utilizando o comprimento de onda de 654 nm.

Para determinar as concentrações de uréia na massa seca das plantas,

relacionou-se graficamente os valores dos padrões (0 a 2000 lmol L

-1

de uréia)

com as absorbâncias lidas e foi escolhida a curva com melhor ajuste. As

concentrações na massa seca são 100 mg da planta seca e moída em 10 mL de

água desionizada. Os valores multiplicados pelo fator de diluição que é 100 serão

expressos em lmol kg

-1

. Ao dividir os valores obtidos em lmol kg

-1

por 1000 serão

expressos em mol kg

-1

e ao multiplicar os valores em mol kg

-1

por 60,06 (massa

molecular da uréia) os resultados serão expressos em g kg

-1

A cor verde brilhante se mantém estável durante 30 minutos após a adição

da última solução (Metodologia adaptada de Walker et al., 1985; Gerendás e

Sattelmacher, 1997; Witte et al., 2002).

Os teores de N, P e K foram determinados a partir do extrato da digestão

sulfúrica. O N-orgânico, pelo método colorimétrico com reagente de Nessler

(Jackson, 1965). O P por colorimetria, utilizando-se molibdato de amônio. O K por

emissão em espectrofotômetro. Os demais nutrientes, exceto B e Cl, foram

determinados pelo extrato da digestão nítrico-perclórica. O Ca, Mg, Zn, Cu, Mn e

Fe foram quantificados por espectrofotometria de absorção atômica. O S foi

quantificado por turbidimetria, utilizando BaCl

e goma arábica. O cloreto foi

determinado por titulometria com AgNO

, após submeter o material a extração

aquosa em banho-maria a 40ºC por uma hora e agitação. O boro foi determinado

pelo método colorimétrico utilizando Azometina-H, após incineração em mufla a

550ºC por 4 horas (Malavolta, 1997).

O Ni foi determinado por espectrofotometria de absorção atômica com

forno de grafite após digestão via seca. Foram pesados 500 mg de material

vegetal seco e moído, colocados em frascos de 10 mL. Esses frascos foram

levados à mufla a 550ºC durante 4 horas. Após resfriamento, as amostras foram

retiradas da mufla, sendo adicionados a cada frasco 2 mL de HNO

a 2% e

colocados em banho de areia a 180ºC até o material secar completamente, em

seguida foram adicionados 10 mL de HNO

a 0,5%, sendo as amostras agitadas e

transferidas para tubos de ensaio de 15 mL e centrifugados a 2800 rpm durante 6

minutos. Os extratos foram utilizados para leitura.

Os dados obtidos no experimento foram submetidos à análise de variância.

As comparações entre as médias foram feitas pelo teste de Tukey a 5% de

probabilidade e para os efeitos de doses e horas foi efetuada análise de

regressão, sendo os modelos matemáticos escolhidos segundo as equações com

melhores ajustes, confirmados pelos maiores valores dos coeficientes de

determinação (R

), pela significância dos coeficientes de regressão (pi) e do teste

F da regressão, ambos até 5% de probabilidade.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Após a pulverização foliar com solução contendo Ni observou-se sintomas

de toxidez em feijoeiro. Os primeiros sintomas foram observados 36 horas após a

aplicação de Ni. Os efeitos foram visualizados nos tecidos jovens e maduros de

todas as plantas que receberam Ni via foliar, com predominância e maior

intensidade nos tecidos maduros. Manchas acinzentadas surgiram nos bordos

das folhas maduras que posteriormente apresentaram necrose e queima com

comprometimento da área fotossintética. Houve encarquilhamento e queda

prematura dos folíolos (Figura 1 A e B).

Figura 1. Sintomas de toxidez de níquel em feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris

L.) cv. Pérola. (A) Necrose em folhas primárias e (B) Encarquilhamento e queda

prematura dos folíolos.

Houve maior dano no tecido foliar de plantas que receberam as maiores

concentrações 60 e 100 mg L

-1

de Ni, mas todas as plantas que receberam Ni

apresentaram sintomas de toxidez com queima do tecido foliar principalmente das

folhas maduras. Apesar de as plantas que receberam pulverização com Ni terem

apresentado sintomas de toxidez, não ocorreu morte de nenhuma planta e estas

se recuperaram pelo fato de terem se desenvolvido atingindo os estádios

fenológicos seguintes.

A aplicação de Ni não afetou de forma significativa a massa seca do ramo,

das folhas e da parte aérea das plantas em ambos os solos, apesar da queima

após a aplicação foliar de Ni (Tabela 4). Esses resultados são semelhantes aos

encontrados por Rabie et al. (1992), que aplicaram 0; 15; 30; 45 e 60 mg L

-1

de Ni

na forma de sulfato de níquel, via foliar, em feijão fava, trigo e sorgo aos 25 dias

do plantio e não observaram alteração na massa seca do tecido foliar dessas

plantas com o aumento das doses de Ni aplicadas.

Tabela 4. Massa seca (g) dos ramos (MSR); das folhas (MSF) e da parte aérea

(MSPA) de uma planta de feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola,

cultivada em Neossolo Quartizarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo

distrófico Tb (médias de cinco doses de Ni). Campos dos Goytacazes, 2009

Solos MSR MSF MSPA

Neossolo 1.25 a 1.72 a 2.97 a

Argissolo 1.20 a 1.70 a 2,90 a

CV% 20,4 17,4 17,2

Médias seguidas por letras iguais na coluna não diferem significativamente ao

nível de 5% de probabilidade pelo teste de Tukey.

Com o incremento nas doses de Ni aplicadas ocorreu aumento no teor

deste micronutriente no tecido foliar do feijoeiro com maior intensidade em plantas

cultivadas em Argissolo do que em Neossolo, pois, no Neossolo o teor variou de

1,33 na dose zero a 26,6 mg kg

-1

na dose 100 mg L

-1

de Ni, ao passo que no

Argissolo o aumento foi de 1,0 para 39,8 mg kg

-1

de Ni, respectivamente (Figura

2).

As plantas que receberam doses de Ni apresentaram sintomas de toxidez e

aquelas que continham os maiores teores nos tecidos apresentaram os sintomas

mais intensos. Esses resultados corroboram àqueles descritos na literatura de

que o Ni pode ser tóxico às plantas em níveis que variam de 1 a 300 mg kg

-1

(Mishra e Kar, 1974). Segundo Paiva (2000), a toxidez de Ni se expressa quando

sua concentração na massa seca das plantas é superior a 50 mg kg

-1

. Para

Marschner (1995), valores superiores a 10 mg kg

-1

de Ni na massa seca podem

ocasionar toxidez para a maioria das culturas. Entretanto, plantas

hiperacumuladoras podem acumular em seus tecidos valores até 31.200 mg kg

-1

de Ni (Liu et al., 2003; Kidd et al., 2007; Galardi et al., 2007).

Doses de Ni (mg L

-1

)

0 20 40 60 100

Ni (mg kg

-1

)

0,98 =

Rx;*0,2578+2,9896=Y

0,97 =

Rx;*0,3913+4,4984=Y

Figura 2. Teor de Ni em tecido foliar do feijoeiro comum cv. Pérola coletado 48

horas após a aplicação foliar de uréia, cultivado em ( ) Neossolo Quartizarênico

Órtico típico e ( ) Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb em função de doses

de níquel, aplicadas via foliar.

Os teores de uréia nas plantas decresceram em função das doses de Ni

aplicadas e também em função dos tempos de coleta das plantas após terem

recebido aplicação de uréia via foliar, isso para ambos os solos estudados (Figura

3 A e B). A redução do teor de uréia em função das doses de Ni é devida a

hidrólise deste composto promovida pela enzima urease que é dependente do Ni.

Esses resultados corroboram os encontrados por Gerendás et al. (1998), que

verificaram que plantas de arroz deficientes de Ni cultivadas na presença de uréia

apresentaram grande acúmulo de uréia, pelo comprometimento na atividade da

enzima urease.

A redução do teor de uréia em função do tempo de coleta também pode ser

explicada pelo maior tempo que a enzima urease atuou na hidrólise desse

substrato. Na cultura do arroz, Gerendás et al. (1998) verificaram que o

crescimento das plantas que receberam NH

não foi afetado pela aplicação

do Ni, porém, nas plantas cultivadas com uréia como fonte de nitrogênio e baixas

doses de Ni, o crescimento foi reduzido e houve acúmulo de uréia pela baixa

atividade da urease. Essas plantas também apresentaram reduzido teor de

aminoácidos, mostrando complicações no metabolismo do nitrogênio.

Doses de Ni (mg L

-1

)

0 20 40 60 100

Uréia (g kg

-1

)

Horas após a aplicação de uréia

1,54,0 10,0 24,0 48,0

Uréia (g kg

-1

)

,65

x;*0,013213,8661Y

=

0,71

Rx;*0,02769,0020Y

==

,90

x;*0,12309,9404Y

=

0,94

Rx;*0,188816,5880Y

==

Doses de Ni (mg L

-1

)

0 20 40 60 100

N orgânico (g kg

-1

)

Horas após a aplicação de uréia

1,54,0 10,0 24,0 48,0

N orgânico (g kg

-1

)

0,95

Rx;*0,1228-48,4589

==Y

0,75

Rx;*0,0243-47,3791Y

Figura 3. Teor de uréia (A) em tecido foliar do feijoeiro comum cv. Pérola,

cultivadas em (r) Neossolo Quartizarênico Órtico típico e (s) Argissolo Vermelho

Amarelo distrófico Tb em função de doses de níquel e (B) em função de tempos

de coleta após a aplicação de uréia via foliar. Teor de N orgânico (C) em tecido

foliar em função de doses de níquel e (D) de tempos de coleta após a aplicação

de uréia via foliar (C e D = média dos dois solos).

Os teores de N das plantas apresentaram pequeno decréscimo em função

das doses de Ni aplicadas assim como em função dos tempos de coleta das

plantas após terem recebido aplicação de uréia via foliar, isso para ambos os

solos estudados (Figura 3 C e D). Palacios et al. (1998) observaram redução no

teor de N em folhas de tomateiro que receberam doses de Ni em solução nutritiva.

Segundo Boussama et al. (1999), o excesso de Ni na planta pode inibir enzimas

relacionadas ao metabolismo do N e causar redução no teor de nitrogênio.

O teor de Mn diminuiu em folhas de plantas cultivadas em Argissolo

Vermelho Amarelo distrófico Tb com o incremento das doses de Ni aplicadas

(Figura 4). Paiva et al. (2002) observaram antagonismo entre Mn e o Ni, pois

houve redução no teor de Mn em raízes e caules de mudas de cedro que

receberam Ni. Palacios et al. (1998) também constataram efeito antagônico entre

o Ni e o Mn em plantas de tomate, em que o Mn foi o cátion divalente que sofreu

a maior restrição, em termos de absorção, quando na presença de Ni.

Doses de Ni (mg L

-1

)

0 20 40 60 100

Mn (mg kg

-1

)

100

120

140

0,99

Rx;*0,2817126,7956Y

==

Figura 4. Teor foliar de Mn em feijoeiro comum cv. Pérola, coletada 48 horas

após a aplicação de uréia via foliar, cultivada em ( ) Argissolo Vermelho Amarelo

distrófico Tb em função de doses de níquel.

O Ni possui relação com outros nutrientes gerando efeitos sinérgicos ou

antagônicos nas plantas (Piccini, 1990). Wallace et al. (1977) aplicaram Ni na

forma de NiSO

nas doses 0; 50; 100; 150 e 200 mg kg

-1

de Ni no solo e também

observaram decréscimo no teor de Mn em folhas e ramos de feijão de vagem.

Paiva et al. (2003) sugerem que o conteúdo de macro e de micronutrientes, de

modo geral, reduz-se com a aplicação de Ni em dosagens excessivas.

Houve aumento no conteúdo de Ni em função das doses de Ni aplicadas

(Figura 5).

Doses de Ni (mg L

-1

)

0 20 40 60 100

Ni (lg)

,99 =

x;*0,5981+4,5570=Y

Figura 5. Conteúdo de Ni em tecido foliar do feijoeiro comum cv. Pérola, coletada

48 horas após a aplicação de uréia via foliar, em função de doses de níquel (mg L

) (média dos dois solos: Neossolo Quartizarênico Órtico típico e Argissolo

Vermelho Amarelo distrófico Tb).

As doses de Ni aplicadas não causaram alteração nos teores de P, K, Ca,

Mg, S, B, Cl, Cu, Fe e Zn no tecido foliar do feijoeiro. Por sinal, o Zn é constituinte

da superóxido dismutase (SOD) em plantas e possui papel, nesse caso, de

proteger as plantas do estresse oxidativo provocado pela presença de metais

como o Ni em excesso no tecido foliar das plantas.

Os teores e conteúdos de P, K, Mg, B, Cl, Cu, Fe, Zn, e Ni em folhas foram

maiores em plantas cultivadas no Argissolo (Tabelas 5; 6; 7 e 8), pelo fato de

esse solo apresentar maiores teores desses nutrientes, exceto P e Cu, cujas

disponibilidades são maiores no Neossolo (Tabela 1). Os teores de Ca, S e Mn

nas folhas não apresentaram diferença significativa entre os solos estudados,

embora o Argissolo possua maiores disponibilidades de Ca e Mn (Tabelas 5 e 6).

Os teores de Ni presentes nas plantas (Tabela 6) não causaram sintomas

de deficiência de Fe, comum em plantas que recebem Ni em excesso. O fato de

não ter ocorrido competição por sítios de absorção entre Fe e Ni pode ser

explicado pelo fato de a aplicação de Ni ter sido via foliar e a planta continuou

absorvendo o Fe normalmente do solo. O excesso de Ni nas plantas provoca

clorose nas folhas mais novas, por inibir o deslocamento do Fe das raízes para a

parte aérea e também a assimilação do Fe (Agarwala et al., 1977; Yang et al.,

1996).

Os teores médios de Ni em folhas de plantas cultivadas em Neossolo foi

13,3 mg kg

-1

de massa seca e em folhas de plantas cultivadas em Argissolo foi

20,7 mg kg

-1

de massa seca (Tabela 6). Foram observados sintomas de toxidez

de Ni nas folhas das plantas que receberam Ni via foliar. Esse resultado corrobora

as considerações feitas por Marschner (1995), que valores superiores a 10 mg kg

de Ni podem ocasionar toxidez para a maioria das culturas. Alguns autores,

como Paiva (2000), consideram que o Ni pode ser tóxico quando superiores a 50

mg kg

-1

na massa seca de plantas, com exceção das espécies hiperacumuladoras

que podem acumular em seus tecidos valores até 31.200 mg kg

-1

de Ni (Liu et al.,

2003; Kidd et al., 2007; Galardi et al., 2007).

O teor de Ni em folhas foi maior em plantas cultivadas em Argissolo

(Tabela 6) que apresenta maior disponibilidade desse micronutriente comparado

ao Neossolo (Tabela 1).

Tabela 5. Teores foliares médios de P, K, Ca, Mg e S (g kg

-1

) em feijoeiro comum

(Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola, cultivada em Neossolo Quartizarênico Órtico

típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb (médias de cinco doses de Ni).

Campos dos Goytacazes, 2009

Solos P K Ca Mg S

Neossolo 2,92b 20,7b 15,6a 5,98b 1,46a

Argissolo 3,81a 31,2a 15,7a 6,79a 1,48a

CV% 12,4 10,2 9,80 9,29 17,4

Médias seguidas por letras iguais na coluna não diferem significativamente ao

nível de 5% de probabilidade pelo teste de Tukey.

Tabela 6. Teores foliares médios de Cl (g kg

-1

), B, Cu, Fe, Mn, Zn

e Ni (mg kg

-1

) em

feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola, cultivada em Neossolo

Quartizarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb (médias de

cinco doses de Ni). Campos dos Goytacazes, 2009

Solos Cl B Cu Fe Mn Zn Ni

Neossolo 2,06b 38,3b 7,07b 193b 108a 46,2b 13,3b

Argissolo 20,5a 57,5a 10,6a 222a 114a 56,7a 20,7a

CV% 18,6 10,3 18,1 11,9 16,7 17,9 23,8

Médias seguidas por letras iguais na coluna não diferem significativamente ao

nível de 5% de probabilidade pelo teste de Tukey.

Tabela 7. Conteúdos foliares médios de P, K, Ca, Mg e S (mg) em feijoeiro comum

(Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola, cultivada em Neossolo Quartizarênico Órtico

típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb (médias de cinco doses de Ni).

Campos dos Goytacazes, 2009

Solos P K Ca Mg S

Neossolo 4,90b 35,1b 26,8a 10,4b 2,46a

Argissolo 6,44a 53,9a 27,4a 11,7a 2,46a

CV% 17,5 17,5 19,6 12,9 20,7

Médias seguidas por letras iguais na coluna não diferem significativamente ao

nível de 5% de probabilidade pelo teste de Tukey.

Tabela 8. Conteúdos foliares médios de Cl (mg), B, Cu, Fe, Mn, Zn

e Ni (lg) em

feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris L.) cv. Pérola, cultivada em Neossolo

Quartizarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb (médias de

cinco doses de Ni). Campos dos Goytacazes, 2009

Solos Cl B Cu Fe Mn Zn Ni

Neossolo 3,54b 64,7b 12,0b 347b 170b 73,3b 25,3b

Argissolo 35,3a 102a 17,5a 395a 201a 97,5a 36,4a

CV % 24,6 11,9 24,1 4,81 13,2 19,8 32,3

Médias seguidas por letras iguais na coluna não diferem significativamente ao

nível de 5% de probabilidade pelo teste de Tukey.

4. CONCLUSÕES

Os teores de uréia no tecido foliar diminuíram em resposta ao aumento das

doses de Ni e do tempo após a aplicação de uréia, indicando aumento da

atividade da enzima urease;

O aumento das doses de Ni aplicadas nas folhas do feijoeiro:

- promoveu redução dos teores foliares de N orgânico e de Mn, mas não afetou os

teores dos demais nutrientes, com exceção do Ni, que sofreu aumento;

- não alterou o crescimento das plantas, embora tenha causado, inicialmente,

sintomas de toxidez nas folhas;

Os teores de P, K, Mg, Cl, B, Fe, Ni e Zn foram maiores no Argissolo; os de

N, Ca, S e Mn não diferiram do Neossolo.

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3.2. RESPOSTA DO FEIJOEIRO ‘PRINCESA’ CULTIVADO EM ARGISSOLO E

NEOSSOLO À APLICAÇÃO DE NÍQUEL

RESUMO

O objetivo neste trabalho foi verificar a resposta do feijoeiro comum (Phaseolus

vulgaris L.) cv. Princesa, cultivado em Argissolo e Neossolo à aplicação de níquel

via foliar. O experimento foi conduzido em casa de vegetação na Universidade

Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, utilizando-se o esquema fatorial 5 x

2 no delineamento experimental em blocos casualizados, com quatro repetições.

Cada unidade experimental foi constituída por um vaso com capacidade de 5 kg

de solo com quatro plantas. Os tratamentos foram constituídos de aplicações de

cinco doses de níquel (0; 20; 40; 60 e 100 mg L

-1

de Ni) via foliar e dois solos,

Neossolo Quartzarênico Órtico típico e Argissolo Vermelho Amarelo distrófico Tb.

As doses de Ni aplicadas promoveram sintomas de toxidez apenas nas folhas